بررسی اثر تنش شوری و ریزسازواره‌های خاکزی بر میزان جذب عناصر معدنی گیاه دارویی اسفرزه (Plantago ovata Forsk.)

نوع مقاله: پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجو

2 دانشکده کشاورزی دانشگاه بیرجند

3 هیات علمی مرکز تحقیقات شوری

4 هیئت علمی دانشگاه تهران

چکیده

چکیده

سابقه و هدف

اسفرزه (Plantago ovata Forsk) در فلور ایران پراکنش طبیعی دارد و پرداختن به زراعت آن از اولویت اقتصادی برخوردار است. شوری یکی از ویژگی‌های طبیعی اکوسیستم‌ها در مناطق خشک و نیمه خشک است. در تنش شوری، بالا بودن نسبت K+/Na+ در بافت‌های گیاهی به عنوان یکی از سازوکارهای فیزیولوژیکی مهم در ایجاد تحمل به شوری در بعضی گونه‌های گیاهی مورد توجه قرار گرفته است. مطالعات نشان داده قارچ‌های میکوریزا آربوسکولار و باکتری‌های حل کننده فسفات معدنی موجب افزایش نسبت K+/Na+ در گیاه شده و از اثرات منفی یون Na+ جلوگیری می‌کنند. این ریزسازواره‌های خاکزی نقش موثری در افزایش دسترسی و جذب عناصر ضروری رشد داشته و در نهایت تولید گیاه را افزایش می‌دهند.

مواد و روش‌ها

به‌منظور بررسی اثر تنش شوری و ریزسازواره‌های خاکزی بر تجمع عناصر معدنی در گیاه دارویی اسفرزه آزمایشی در سال 1393 به-صورت فاکتوریل سه عاملی در قالب طرح بلوک‌های کامل تصادفی با سه تکرار در گلخانه تحقیقاتی دانشگاه بیرجند انجام گرفت. عامل اول سه سطح شوری شامل 5/2، 5 و 10 دسی زیمنس بر متر (از منبع کلرید و سولفات سدیم، کلسیم و منیزیم)، عامل دوم قارچ میکوریزا آربوسکولار شامل عدم کاربرد قارچ و گونه‌های Funneliformis mosseae، Rhizophagus intraradices و Glomus fasciculatum و عامل سوم باکتری حل کننده فسفات معدنی شامل دو سطح عدم کاربرد و کاربرد باکتری Pseudomonas fluorescens بود که در آزمایشگاه بیولوژی خاک دانشگاه تهران تهیه شد. در مرحله رسیدگی فیزیولوژیکی گیاهان از گلدان خارج و نمونه‌ها خشک شدند. سپس وزن خشک هر نمونه اندازه‌گیری شد. به منظور اندازه‌گیری عناصر از روش سوزاندن خشک و ترکیب با اسید کلریدریک استفاده شد و در ادامه غلظت عناصر معدنی در اندام هوایی گیاه اندازه‌گیری شد.

یافته‌ها

نتایج نشان داد افزایش شوری موجب کاهش جذب عناصر فسفر، نیتروژن و پتاسیم و افزایش جذب سدیم و نسبت سدیم/پتاسیم گیاه شد و وزن خشک ساقه گیاه را کاهش داد. کاربرد میکروارگانیسم‌های مفید خاکزی در شرایط تنش شوری علاوه بر افزایش جذب عناصر پر مصرف ضروری گیاه موجب کاهش جذب یون سدیم و نسبت سدیم/پتاسیم گیاه گردید و وزن خشک ساقه را افزایش داد. بررسی نتایج نشان داد بیشترین درصد فسفر در اندام هوایی اسفرزه به‌میزان 21/7 درصد در ترکیب تیماری 5/2 دسی زیمنس بر متر + کاربرد قارچ Rhizophagus intraradices + کاربرد باکتری Pseudomonas fluorescens حاصل شد. بالاترین درصد نیتروژن در ترکیب تیماری شوری 5/2 دسی زیمنس بر متر + قارچ میکوریزا آربوسکولارRhizophagus intraradices به‌میزان 28/2 درصد به دست آمد و حداکثر میزان پتاسیم در ترکیب تیماری شوری 5/2 دسی زیمنس بر متر + قارچ میکوریزا آربوسکولارFunneliformis mosseae به‌میزان 7/48 میلی گرم بر گرم وزن خشک حاصل گردید. کمترین میزان سدیم و نسبت یون سدیم/پتاسیم در اندام هوایی اسفرزه به‌ترتیب به‌میزان 1/3 میلی‌گرم بر گرم وزن خشک و 06/0 در ترکیب تیماری 5/2 دسی زیمنس بر متر و کاربرد قارچ‌های میکوریزا آربوسکولار Rhizophagus intraradices به دست آمد. همچنین بیشترین وزن خشک ساقه در ترکیب تیماری 5/2 دسی زیمنس بر متر +Rhizophagus intraradices + عدم مصرف باکتری به‌میزان 9/3 گرم حاصل گردید. البته این میزان تفاوت آماری معنی‌داری با ترکیب تیماری که در آن باکتری حل کننده فسفات معدنی Pseudomonas fluorescens به کار رفته بود نداشت.

نتیجه‌گیری

در مجموع نتایج نشان داد کاربرد میکروارگانیسم‌های خاکزی می‌تواند با افزایش جذب عناصر پر مصرف و کاهش جذب عنصر سدیم بخشی از اثرات منفی تنش شوری را جبران نماید. کاربرد همزمان باکتری Pseudomonas fluorescens و قارچ Rhizophagus intraradices می‌تواند بهترین کارایی را در جذب عناصر در شرایط تنش شوری از خود نشان دهد و موجب افزایش میزان تولید گیاه دارویی اسفرزه گردد.

کلمات کلیدی: قارچ میکوریزا آربوسکولار، باکتری حل کننده فسفات معدنی، عناصر پر مصرف، شورورزی.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

Investigating the effect of salinity stress and soil microorganisms on the absorption of mineral elements of Isabgol (Plantago ovata Forsk(.

نویسندگان [English]

  • Ahmadreza Dehghani tafti 1
  • Sohrab Mahmoodi 2
  • null null 3
  • hoseinali alikhani 4
4 professor at univwesity of tehran
چکیده [English]

Abstract

Background and objectives:

Plantago ovata Forsk has a natural distribution in flora of Iran and its cultivation has economic importance. Salinity is one of the natural features of ecosystems in semi-arid and arid areas. In salinity stress, the high K+/Na+ ratio in plant tissues has been considered as one of the important physiological mechanisms in creating salinity tolerance in some plant species. Studies have shown that arbuscular mycorrhizal fungi and inorganic phosphate solubilizing bacteria increase the K+/Na+ ratio of the plant and prevent the negative effects of Na+ ion. These microorganisms play an important role in increasing the availability and absorption of essential elements and ultimately increasing plant production.

Materials and methods:

In order to investigate the effect of salinity stress and microorganisms on the accumulation of mineral elements in Isabgol (Plantago ovata Forsk.) a factorial experiment based on randomized complete block with three replications was conducted in 2014 in research greenhouse of the University of Birjand. First factor was three levels of salinity 2.5, 5 and 10 dS.m-1. Second factor was arbuscular mycorrhizal fungi include four levels (None inoculated, Funneliformis mosseae, Rhizophagus intraradices and Glomus fasciculatum) and third factor was phosphate-solubilizing bacteria includes two levels (Pseudomonas fluorescens and No bacteria) which was prepared in soil biology lab of university of Tehran. At the stage of physiological maturity, the plants were removed from the pot and dried. The dry weight of each sample was then measured. In order to measure the elements for drying and combining with chloridric acid, the concentrations of mineral elements in the plant were measured.

Results:

The results showed that salinity increased the absorption of phosphorus, nitrogen and potassium, increased sodium absorption and sodium / potassium ratio, and reduced the dry weight of the stem. Application of soil microorganisms under salinity stress conditions, in addition to increasing the absorption of essential nutrients, reduced the sodium ion absorption and sodium / potassium ratio and increased stem dry weight. Results showed that the highest percentage of phosphorus was 7.21% in the 2.5 dS.m-1 + Rhizophagus intraradices + Pseudomonas fluorescens. The highest nitrogen content was 2.28% in the 2.5 dS.m-1 + Arbuscular mycorrhiza (Rhizophagus intraradices). The highest potassium content was 48.7 mg/g dry weight in the 2.5 dS.m-1 salinity + Funneliformis mosseae arbuscular mycorrhizal fungus. The lowest sodium and sodium / potassium ion in the stem were 3.1 mg/g dry weight and 0.06 mg/g dry weight in the treatment composition of 2.5 dS.m-1 and the application of arbuscular mycorrhiza Rhizophagus intraradices were obtained. Also, the highest dry weight of stems was obtained in the treatment composition of 2.5 dS.m-1 + Rhizophagus intraradices + no bacteria intake of 3.9 grams. Although, this difference was not statistically significant with the combination of treatments in which the Pseudomonas fluorescens solubilizing bacterium was used.

Conclusion:

Overall, the results showed that the application of soil microorganisms could compensate for the negative effects of salinity stress by increasing the absorption of essential elements and reducing the absorption of sodium element. Simultaneous use of Pseudomonas fluorescens and Rhizophagus intraradices can best reflect the absorption of elements under salt stress conditions and increase the production of Isabgol.

Keywords: Arbuscular mycorrhizal fungi, Phosphate-solubilizing bacteria, Macro elements, Haloculture.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Arbuscular mycorrhizal fungi
  • Phosphate-solubilizing bacteria
  • Macro elements
  • Haloculture
1.Abrol, I.P., Yadav, J.S.P. and Massoud, F.I. 1988. Salt-affected soils and their management (No. 39). Food & Agriculture Organization. 2.Azimi Gandomani, M., Faraji, H., Dehdari, A., Movahedi Dehnavi, M. and Naghizadeh, M.A. 2008. Evaluation the effect of salinity on soluble accumulation and quality and quntity of springe canola varietys. J. Environ. Stress. Agric. Sci. 1: 1. 27-37. (In Persian) 3.Baghalian, K. 2008. Effect of soil and weather condition on quality and quantity of mucilage. MSc dissertation, Faculty of Agriculture, Tehran University Iran. (In Persian) 4.Bolan, N.S. 1991. A critical review on the role of mycorrhizal fungi in the uptake of phosphorus by plants. Plant Soil. 134: 2. 189-207. 5.Botella, M.A., Martinez, V., Pardines, J. and Cerda, A. 1997. Salinity induced potassium deficiency in maize plants. J. Plant Physiol. 150: 1-2. 200-205. 6.Bremner, J.M. and Mulvaney, C.S. 1982. Nitrogen-total. Methods of soil analysis. Part 2. Chemical and microbiological properties, (methods of soil an 2), Pp: 595-624. 7.Chakraborty, M.K. and Patel, K.V. 1992. Chemical composition of Isabgol (Plantago ovata Forsk.). Seed J. Food Sci. 29: 389-90. 8.Emami, A. 1996. Plant analysis methods. Agrcultural Science Information Center. 1: 982. 9.Fahad, S., Hussain, S., Matloob, A., Khan, F.A., Khaliq, A., Saud, S. and Faiq, M. 2015. Phytohormones and plant responses to salinity stress: a review. Plant Growth Regul. 75: 2. 391-404. 10.Flanagan, L.B. and Jefferies, R.L. 1988. Stomatal limitation of photosynthesis and reduced growth of the halophyte, Plantago maritima L., at high salinity. Plant Cell. Environ. 11: 4. 239-245. 11.Garbaye, J. 1994. Helper bacteria-a new dimension to the mycorrhizal symbiosis. New Phytolo. 128: 197-210. 12.Garcia, K. and Zimmermann, S.D. 2014. The role of mycorrhizal associations in plant potassium nutrition. Fron. Plant Sci. 5p. 13.Ghazanshahi, J. 1997. Soil and plant analysis. Homa Press. 268p. (In Persian) 14.Gerhardt, K.E., MacNeill, G.J., Gerwing, P.D. and Greenberg, B.M. 2017. Phytoremediation of SaltImpacted Soils and Use of Plant Growth-Promoting Rhizobacteria (PGPR) to Enhance Phytoremediation. In Phytoremediation (pp. 19-51). Springer International Publishing. 15.Giri, B., Kapoor, R. and Mukerji, K.G. 2007. Improved tolerance of Acacia nilotica to salt stress by arbuscular mycorrhiza, Glomus fasciculatum may be partly related to elevated K/Na ratios in root and shoot tissues. Microb Ecol. 54: 4. 753-760. 16.Gosling, P., Hodge, A., Goodlass, G. and Bending, G.D. 2006. Arbuscular mycorrhizal fungi and organic farming. Agric. Ecos. Environ. 113: 1. 17-35. 17.Govindarajulu, M., Pfeffer, P.E., Jin, H. and Abubaker, J. 2009. Nitrogen transfer in the arbuscular mycorrhizal symbiosis. Natur. 435: 7043. 819. 18.Hajiboland, R., Aliasgharzadeh, N., Laiegh, S.F. and Poschenrieder, C. 2010. Colonization with arbuscular mycorrhizal fungi improves salinity tolerance of tomato (Solanum lycopersicum L.) plants. Plant Soil. 331: 1. 313-327. 19.Hammer, E.C., Nasr, H., Pallon, J., Olsson, P.A. and Wallander, H. 2011. Elemental composition of arbuscular mycorrhizal fungi at high salinity. Myco. 21: 2. 117-129. 20.Hemming, D. 2012. Plant Sciences Reviews 2011. CABI Press. United Kingdon. 264p. 21.Hu, Y. and Schmidhalter, U. 2005. Drought and salinity: a comparison of their effects on mineral nutrition of plants. J. Plant Nutr. Soil Sci. 168: 4. 541-549. 22.Jin, H., Pfeffer, P.E., Douds, D.D., Piotrowski, E., Lammers, P.J. and Shachar‐Hill, Y. 2005. The uptake, metabolism, transport and transfer of nitrogen in an arbuscular mycorrhizal symbiosis. New Phytolo. 168: 3. 687-696. 23.Khan, A.G. 2005. Role of soil microbes in the rhizospheres of plants growing on trace metal contaminated soils in phytoremediation. J. Trace Elem. Med. Bio. 18: 4. 355-364. 24.Kumar, J., Singh, S., Singh, M., Srivastava, P.K., Mishra, R.K., Singh, V.P. and Prasad, S.M. 2017. Transcriptional regulation of salinity stress in plants: A short review. Plant Gene. 25.Laxman, S. and Pal, B. 2000. Effect of water salinity and fertility levels on yield and yield attributing characters of blonde psyllium (Plantago ovata Forsk). Res. Crop. 1: 1. 85-90. 26.Leigh, J., Hodge, A. and Fitter, A.H. 2009. Arbuscular mycorrhizal fungi can transfer substantial amounts of nitrogen to their host plant from organic material. New Phytolo. 181: 1. 199-207. 27.Libster, M. 2002. Herb guide for nurses. Delmar, Thomson Learning. Inc. USA, 450-7. 28.Mahdi Farmanesh, M., Mahmoodi, S. and Sayari Zehan, M.H. 2015. Effect of Pseudomonas fluorescens and humic acid on growth characterestics of Isabgol (Plantago ovata Forsk). The First National Conference on Non-operational Defence in Agriculture, Natural Resources and Enviroment with a Sustainable Development Approach. Tehran. (http://www.civilica.com/Paper-DPCON F01- DPCONF01_023.html.) 29.Milošević, N.A., Marinković, J.B. and Tintor, B.B. 2012. Mitigating abiotic stress in crop plants by microorganisms. Zbornik Matice srpske za prirodne nauke. 123: 17-26. 30.Nadeem, S.M., Khan, M.Y., Waqas, M.R., Binyamin, R., Akhtar, S. and Zahir, Z.A. 2017. Arbuscular Mycorrhizas: An Overview. In Arbuscular Mycorrhizas and Stress Tolerance of Plants (pp. 1-24). Springer Singapore. 31.Narolia, G.P., Shivran, A.C. and Reager, M.I. 2013. Growth and quality of isabgol (Plantago ovata Forsk.) influenced by phosphorus, PSB and zinc. Int. J. Plant Sci. 8: 1. 160-162. 32.Oliveira, C.A., Alves, V.M.C., Marriel, I.E., Gomes, E.A., Scotti, M.R., Carneiro, N.P. and Sa, N.M.H. 2009. Phosphate solubilizing microorganisms isolated from rhizosphere of maize cultivated in an oxisol of the Brazilian Cerrado Biome. Soil Biol. Biochem. 41: 9. 1782-1787. 33.Ordookhani, K., Khavazi, K., Moezzi, A. and Rejali, F. 2010. Influence of PGPR and AMF on antioxidant activity, lycopene and potassium contents in tomato. Afr. J. Agric Res. 5: 10. 1108-1116. 34.Parida, A.K. and Das, A.B. 2005. Salt tolerance and salinity effects on plants: a review. Ecotox. Environ Safe. 60: 3. 324-349. 35.Pérez-Montaño, F., Alías-Villegas, C., Bellogín, R.A., Del Cerro, P., Espuny, M.R., Jiménez-Guerrero, I. and Cubo, T. 2014. Plant growth promotion in cereal and leguminous agricultural important plants: from microorganism capacities to crop production. Microbiol Res. 169: 5. 325-336. 36.Poustini, K. and Siosemardeh, A. 2004. Ion distribution in wheat cultivars in response to salinity stress. Field Crop Res. 85: 2. 125-133. 37.Saxena, B., Shukla, K. and Giri, B. 2017. Arbuscular Mycorrhizal Fungi and Tolerance of Salt Stress in Plants. In Arbuscular Mycorrhizas and Stress Tolerance of Plants (pp. 67-97). Springer Singapore. 38.Shabala, S. 2003. Regulation of potassium transport in leaves: from molecular to tissue level. Ann. Bot. 92: 5. 627-634. 39.Shabala, S. 2017. Signalling by potassium: another second messenger to add to the list? J. Exp. Bot. 173: 1. 522-539. 40.Shahbazi, E., Arzani, A. and Saeidi, G. 2011. Effects of NaCl treatments on seed germination and antioxidant activity of canola (Brassica napus L.) cultivars. Bang J. Bot. 40: 1. 67-73. 41.Sharifi, M., Ghorbanli, M. and Ebrahimzadeh, H. 2007. Improved growth of salinity-stressed soybean after inoculation with salt pre-treated mycorrhizal fungi. J. Plant Physiol. 164: 9. 1144-1151. 42.Shivakumar, S. and Bhaktavatchalu, S. 2017. Role of Plant Growth-Promoting Rhizobacteria (PGPR) in the Improvement of Vegetable Crop Production under Stress Conditions. In Microbial Strategies for Vegetable Production (pp. 81-97). Springer International Publishing. 43.Silveira, J.A.G., Melo, A.R.B., Viégas, R.A. and Oliveira, J.T.A. 2001. Salinityinduced effects on nitrogen assimilation related to growth in cowpea plants. Environ. Exp. Bot. 46: 2. 171-179. 44.Singh, S.R., Joshi, D., Tripathi, N., Singh, P. and Srivastava, T.K. 2017. Plant Growth-Promoting Bacteria: An Emerging Tool for Sustainable Crop Production under Salt Stress. In Bioremediation of Salt Affected Soils: An Indian Perspective (pp. 101-131). Springer International Publishing. 45.Stavros, D., Veresoglou, J., Liz, J., Shaw, S. and Robin, S. 2011. Glomus intraradices and Gigaspora margarita (1 140 arbuscular mycorrhizal associations differentially affect nitrogen and potassium nutrition of Plantago lanceolata in a low fertility dune soil. Plant Soil. 340: 481-490. 46.Talaat, N.B. and Shawky, B.T. 2011. Influence of arbuscular mycorrhizae on yield, nutrients, organic solutes, and antioxidant enzymes of two wheat cultivars under salt stress. J. Plant Nutr. Soil Sci. 174: 2. 283-291. 47.Valdez-Aguilar, L.A., Grieve, C.M. and Poss, J. 2009. Salinity and alkaline pH in irrigation water affect marigold plants: I. Growth and shoot dry weight partitioning. Hortic. Sci. 44: 6. 1719-1725. 48.Wu, F., Wan, J.H.C., Wu, S. and Wong, M. 2012. Effects of earthworms and plant growth-promoting rhizobacteria (PGPR) on availability of nitrogen, phosphorus, and potassium in soil. J. Plant Nutr. Soil Sci. 175: 3. 423-433. 49.Younesi, O. and Moradi, A. 2014. Effects of plant growth-promoting rhizobacterium (PGPR) and arbuscular mycorrhizal fungus (AMF) on antioxidant enzyme activities in saltstressed bean (Phaseolus vulgaris L.). Agric. 60: 1. 10-21. 50.Zargari, A. 1996. Medicinal Plants. Tehran University. Press, 285p. (In Persian)