کالوس زائی و اندام زائی از جداکشت های مختلف گیاه علف مار Capparis spinosa L تحت شرایط درون شیشه ای

نوع مقاله: پژوهشی

نویسندگان

1 استادیار گروه اصلاح نباتات و بیوتکنولوژی دانشکده کشاورزی، زابل، ایران

2 دانشگاه زابل

3 دانشگاه تهران

چکیده

سابقه و هدف: گیاه کبر Capparis spinosa L مهمترین گونه خانواده Capparaceae بوده که به عنوان یکی از گیاهان مهم دارویی محسوب می گردد. کاربرد دارویی این گیاه به دلیل غنی بودن ریشه‌ها و جوانه‌های مولد ‌گل و میوه‌ها از ترکیبات دارویی نظیر فلاونوئید‌ها، ساپونین‌ها، پکتین‌ها، اسانس‌ها و بویژه گلیکوزیدها و گلیکوزینولات‌ها است. با توجه به اهمیت گیاه دارویی علف مار‌ و مشکل تکثیر این گیاه از طریق بذر، در این تحقیق بهینه‌سازی شرایط کشت به منظور تولید کالوس و باززایی این گیاه انجام شد.
مواد و روش‌ها: این پژوهش در پژوهشکده زیست فناوری و مهندسی زیستی دانشگاه صنعتی اصفهان انجام شد. جهت انجام تحقیق حاضر جداکشت‌های برگ لپه‌ای، برگ، غنچه، پرچم، محور روی لپه، ریشه، گلبرگ، کاسبرگ و گره در محیط کشت MS با ترکیب هورمونی مختلف کشت شدند. از دو سطح مختلف 2,4-D mg/l)3 و 5/2) همراه با mg/l01/0 کاینتین و سه سطح NAA mg/l)3، 5/2 و 2) در ترکیب با mg/l5/0 BAبرای کالوس‌زایی استفاده گردید. آزمایش به صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملاً تصادفی با 4 تکرار و هر تکرار با 5 ریزنمونه انجام شد. به منظور باززایی گیاهچه از کالوس‌های تولید شده، کالوس‌ها برای تولید شاخساره در محیط کشت‌های حاوی تنظیم کننده رشد و ترکیب هورمونی KIN،NAA ، ‌BAP وIBA با غلظت‌های مختلف کشت شدند.
یافته‌ها: نتایج تجزیه واریانس مشخص نمود که اثر تغییرات ریزنمونه و برهمکنش ترکیبات هورمونی و ریزنمونه برای سه صفت وزن‌تر، وزن‌خشک کالوس و درصد کالوس‌دهی در سطح 1% معنی‌دار بود ولی اثر تغییرات تنظیم کننده رشد برای صفت درصد کالوس‌دهی معنی‌دار نشد. در مجموع تمام ترکیبات هورمونی مختلفی که برای کالوس دهی در این تحقیق مورد استفاده قرار گرفتند، مناسب بودند ولی عکس العمل ریزنمونه‌ها برای تولید کالوس متفاوت بود. به‌ طوری که ریزنمونه‌ پرچم بالاترین درصد کالوس‌دهی (100 درصد) را در تمامی محیط‌کشت‌‌ها داشت. نتایج این پژوهش نشان داد که بهترین ترکیبات هورمونی برای کالوس‌دهی از نظر میانگین وزن‌تر کالوس، محیط کشت MS حاویNAA mg.l-1 02/0+ KIN mg.l-11( با میانگین 27/0 میلی‌گرم بر لیتر) و برای میانگین وزن خشک کالوس نیز محیط کشت MS حاویNAA mg.l-1 3+ BAP mg.l-15/0 و MS حاویNAA mg.l-1 02/0+ KIN mg.l-11 (به ترتیب با میانگین 026/0 و 027/0 میلی‌گرم بر لیتر) بودند. بهترین محیط‌ برای تولید شاخساره از کالوس محیط کشت MS حاوی KIN mg.l-12 (40 درصد) و NAA mg.l-1 2 (40 درصد ) برای تولید ریشه محیط کشت MS حاویNAA mg.l-1‌ 1 (30 درصد) بود.
نتیجه‌گیری: در این پژوهش با کاربرد غلظت‌های مختلف تنظیم کننده رشد و نوع ریز نمونه، بهترین ریزنمونه و بهترین تنظیم کننده رشد جهت بدست آوردن بیشترین کالوس برای تولید گیاهچه انتخاب شد. بر اساس نتایج حاصله، ریزنمونه پرچم و تمامی ترکیبات هورمونی مورد استفاده برای کالوس‌زایی مناسب بودند. بیشترین تولید شاخساره را تیمار NAA (mg.l-12) و KIN‌ (mg.l-12) و تولید ریشه تیمار NAA (mg.l-11) در شرایط کشت درون شیشه‌ای داشتند. لذا استفاده از این تیمارها و ریزنمونه‌های ذکر شده در این تحقیق که بهترین کالوس‌زایی و در ادامه بیشترین تولید شاخساره و ریشه را به منظور تکثیر این گیاه در شرایط کشت درون شیشه ای نشان دادند، پیشنهاد
می‌گردد.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

Callus induction and organogenesis from various explants of plant Capparis spinosa L. under In vitro conditions

نویسندگان [English]

  • Leila Fahmideh 1
  • Mozhdeh Sheikhi 2
  • Fatemeh Benakashani 3
  • mahmood solouki 2
1 Assistant Professor of Department of plant Breeding and Biotechnology, Zabol, Iran
2 university zabol
3 university tehran
چکیده [English]

Background and objectives: Caber (Capparis spinosa) is the most important species in capparaceae family and is considering as a major medicinal plant. Medicinal usage of this plant are richness of roots, generative buds and fruits for components such as flavonoids’, saponines, pectins, essential oils and specially glycosides and glycosinolates. Considering the importance of Capparis spinose as medicinal plant and its difficulty to reproduction by seed, the present study was performed to optimization of culture conditions for callus induction and regeneration of Caber.
Material and Methods: This research was performed at Bioengineering and biotechnology research center of Esfahan industrial university. In order to do research, cotyledon leaf, leaf, bud, flag, hypocotyl, root, petals, sepals and node explants were cultured in MS medium with different plant growth regulator compositions. Two levels of 2,4-D (2/5, 3 mg l-1) with kinetin (0/1 mg l-1) and 3 levels of ‌NAA (2, 2/5, 3 mg l-1) in combination with BA (0/5 mg l-1) was used for callus induction. This experiment was carried out in a completely randomized design with 4 replications and 5 explants for each. In order to regenerate shoot from produced calluses, calluses were cultured in MS culture Medium containing hormonal composition of KIN, NAA and IBA with different concentrations.
Results: The results of analysis of variance indicated that the effect of explants and interactions of PGR × explants were significant at 1% for dry an fresh callus weight and callus percentage; However, the effect of changes in growth regulator for the percentage of callus was not significant. Additionally, the all PGR combination were appropriate for callus induction in this study, but different explants from different specimens showed different response to callus production, such that the flag explants had the highest percentage of callus (100%) in all PGR compartments. The results of this study demonstrated that the best PGR combination for callus weight, was MS medium containing 0/02 NAA mg.l-1+1 KIN mg.l-1 (with mean 0/27 mg.l-1) and for mean dry weight of callus, MS medium containing 3 NAA mg.l-1 + 0/5 BAP mg.l-1 and MS containing 0/02 NAA mg.l-1+1 KIN mg.l-1 (with an average of 0/026 and 0/027 mg.l-1 respectively). The best treatment for producing shoots from callus was MS medium containing 2 KIN mg.l-1 (40%) and 2 NAA mg.l-1 (40%). Finally the best treatment for rooting was MS medium containing 1 NAA mg.l-1 (30%).
Conclusion: In this study, the best plant growth regulators and different type of explants, were optimized for callus, shoot and root production for in vitro condition. Based on the results, the flag explant and all of used media were appropriate for the callus induction. The highest rate of shoot production in In vitro culture was observed on MS medium supplemented by NAA (2 mg l-1), KIN (2 mg l-1) and, for the root production in MS medium containing 1 (mg l-1) of NAA. Therefore use of these treatments and explants, which showed the best calcification and highest production of shoots and roots, is recommended to reproduce this plant under in vitro culture conditions.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Capparis spinosa L
  • explants
  • callus
  • in vitro culture
  • plant hormones
1.Alkire, B. 1998. New crop factsheet:
Capers: Center of New Crops and Plant
Products. Purdue University USA.
2.Abbasi, B., Saxena, P.K., Murch, S.J. and
Liu, C.Z. 2007. Echinacea biotechnology:
Challenges and opportunities. J. In Vitro
Cell. Dev. Biol. Plant. 43: 6. 481-492.
(In Persian)
3.Abd Elaleem, K.G., Modawi, R.S. and
Khalafalla, M.M. 2009. Effect of plant
growth regulators on callus induction and
plant regeneration in tuber segment
culture of potato (Solanum tuberosum L.)
cultivar Diamant. Afr. J. Biotechnol.
8: 11. 2529-2534.
4.Ahmad, N., Fazal, H. and Zamir, R. 2001.
Callogenesis and shoot organogenesis
from flowers of Stevia rebaudiana (Bert.).
Sugar Tech. 13: 2. 174-177.
5.Asghari, G., Davazdah Emami, S.,
Hojjati, M., Valian, Z., Shakoori, A. and
Asghari, M. 2013. Artemisinin production
in plant, callus and cell suspension culture
of Artemisia aucheri Boiss. J. Cell Tissue
(JCT). 4: 3. 243-250.
6.Amini, F., Ganbarzade, Z. and Askary
Mehrabadi, M. 2013. Optimization of
callus production and plant regeneration
in Salsola arbuscula pall. J. Cell Tissue
(JCT). 4: 2. 129-137.
7.Akbas, F., Isikalan, C. and Namli, S.
2009. Callus induction and plant
regeneration from different explants of
Actinidia deliciosa. Appl. Biochem
Biotechnol. 158: 470-475.
8.Barbera, G. 1991. Programme de
Recherche Agrimed Le Caprier (Capparis
spp.). Comission des communaules
Europe ennes. J. Serie Agric. 62p.
9.Bhaskaran, S. and Smith, R.H. 1990.
Regeneration in cereal tissue culture: A
review. J. Crop Sci. 30: 1329-1336.
10.Carra, A., Sajeve, M., Abbate, L.,
Siragusa, M., Sottile, F. and Carimi, F.
2012. In vitro Plant Regeneration of
caper (Capparis spinosa L.) from Floral
Explants and Genetic Stability of
Regenerants. J. Plant Cell Tissue Organ.
Cul. 109: 373-381.
11.Chhaya, G. and Mihsra, S.H. 1999.
Antihepatotoxic activity of p-methoxy
benzoic asid from Capparis spinosa.
J. Ethnopharmacol. 66: 187-192.
12.Chang, C., Chang-Tesrn, C., Tsai, Y.C.
and Wei-Chin, C. 1999. A Tissue culture
protocol for propagation of a rare plant,
Lilium speciosum Thunb. var. glorisoides
Baker. J. Botanical Bulletin of Academia
Sinica (BBAS). 41: 2. 139-142.
13.Dessouky, M., Taha, H. and El-Bahr, M.
2001. Enhancement of alkaloids
production in suspension cultures of
Datura stramonium L. and Datura
metel. L. J. Biotechnol. 4: 3. 23-30.
14.Eddouks, M., Lemhardi, A. and Michel,
J.B. 2004. Caraway and caper: potential
anthihyperglycaemic plants in diabetioc
rats. J. Ethnopharmacol. 94: 143-148.
15.Fahmideh, L., Ranjbar, G.A., Alishah,
O. and Babaeian Jelodar, N.A. 2015.
Plant Regeneration from 6 Cotton
(Gossypium hirsutum L.) Genotypes
Through Somatic Embryogenesis. J.
Crop Breed. 7: 16. 40-48.
16.Fahmideh, L., Ranjbar, G.A., Alishah,
O. and Babaeian Jelodar, N.A. 2010.
Study of Callus Induction and Somatic
Embryogenesis in Cotton. J. Crop
Breed. 2: 67-80. (In Persian)
17.Fici, S. 2001. Intraspecific Variation and
Evolutionary Trends in Capparis Spinosa
L. Plant Syst. Evol. 223: 4. 123-141.
18.Gang, D.R., Wang, J., Dudareva, N.,
Hee, N.K. and Simon, J.E. 2001. An
investigation of the storage and
biosynthesis of phenylpropanes in sweet
basil. J. Plant Physiol. 125: 539-555.
19.Han, Y., Jin, X., Wu, F. and Zhang, G.
2011. Genotypic differences in callus
induction and plant regeneration from
mature embryos of barley (Hordeum
vulgare L.). J. Zhejiang Univ. Sci.
12: 399-407.
20.Ikeuchi, M., Sugimoto, K. and Iwase, A.
2013. Plant callus: Mechanism of
induction and repression. The Plant Cell.
25: 9. 3159-73.
21.Jamzad, Z. 2009. Thyme and savory Iran.
Publishing Research Institute of Forests
and Rangelands. 415p. (In Persian)
22.Kara, Z., Ecevit, F. and Karakaplan, S.
1996. Topark koruma elemani ve yeni
bir Tanmsal urun olarak kapari
(Capparis spp.). Tanm. Cevre ltiskileri
Sempozyumu, Mersin. 108: 919-929.
23.Khanfar, M.A., Sabri, S.S., Zarga, M.H.
and Zeller, K.P. 2003. The chemical
constituents of Capparis spinosa of
Jordanian origin. Nat. Prod. Res. 17: 9-14.
24.Khawar, K.M., Sarýhan, E., Sevimay, C.
and Cocu, S. 2005. Adventitious shoot
regeneration and micropropagation of
Plantago lanceolata L. J. Period Biol.
107: 113-116.
25.Lowrence, G.H.M. 1951. Taxonomy of
vascular plants. The Macmillan
Company New York. 823p.
26.Matthaus, B. and Ozcan, M. 2002.
Glucosinolate composition of young shoots
and flower buds of capers (Capparis
species) growing wild in Turkey. J. Agr
Food Chem. 50: 7323-7325.
27.Mahmood, I., Razzaq, A., Khan, Z.U.D.,
Hafez, I.A. and Kaleem, S. 2012.
Evaluation of tissue culture responses of
promising wheat (Triticum aestivum L.)
cultivars and development of efficient
regeneration system. J. Bot. 44: 277-284.
(In Persian)
28.Mohasneh, A.M. 2002. Screening of
some indigeneus Qarari medicinal plants
for antimicrobial activity. Phytother Res.
16: 8. 751-753.
29.Mohasneh, A.M., Abbas, J.A. and
Eloglah, A.A. 1996. Antimicrobial
activity of extracts of herbal plants used
in traditional medicine of Bahrain.
Phytother Res. 10: 3. 251-253.
30.Movafeghi, A., Habibi, Gh. and
Aliasgarpoor, M. 2009. Plant regeneration
of Capparis spinosa L. using hypocotyl
explants. J. Biol. 21: 2. 297-289.
(In Persian)
31.Naik, P.K. and Nayak, S. 2005.
Different modes of plant regeneration an
factors affecting in vitro bulblet
production in Ornithogalum virens. Sci.
Asia. 31: 409-414.
32.Neyisci, T.A. 1987. Study on the slow
burning plant species suitable for
controlling forest. Turk J. Agric. For.
11: 3. 595-604.
33.Neibaur, I., Gallo, M. and Altpeter, F.
2008. The effect of auxin type and
cytokinin concentration on callus
induction and plant regeneration
frequency from immature inflorescence
segments of seashore paspalum
(Paspalum vaginatum Swartz). J. In Vitro
Cell. Dev. Biol. Plant. 44: 6. 480-486.
34.Orphanos, P.I. 1983. Germination of
Caper (Capparis spinosa L.) seeds. J.
Hortic. Sci. 58: 267-270.
35.Rana, U. and Nuatiyal, AR. 1989. Coat
seed dormancy in Acacia farnesia seeds.
J. Seed Res. 17: 122-127.
36.Razavi, S.M., Ghasemian, A., Mousavi
Samarin, S. and Arsh Neshin, H. 2016.
Callus induction and analysis of active
Constituents essential Oil (Dracocephalum
moldavica L). J. Ecophytochemical Herbs
Medicinal. 2: 88-94. (In Persian)
37.Saenouk, P. 2011. Callus induction and
plant regeneration from leaf explant of
Cornukaempferia aurantiflora Mood &
Larsen. J. Bot. 43: 2415-2418.
38.Saghafi Khadem, F. 1995. Flora of Iran.
(Capparis spinosa L.). Publications and
Research Institute of Forests and
Rangelands. Number 30. (In Persian)
39.Sozzi, G.O. and Chiesa, A. 1995.
Improvement of Caper (Capparis
spinosa L.) seed germination by
breaking seed coat-induced dormancy. J.
Hortic. Sci. 62: 255-262.
40.Srivastava, S. and Srivastava, A.K.
2007. Hairy root culture for massproduction of high-value secondary
metabolites. 27: 1. 29-43.
41.Stefaniak, B., Wozny, A. and Li, V.
2003. Plant micropropagation and callus
induction of some annual Salsola
species. J. Biol. Plant. 46: 2. 305-308.
42.Yazdi Samadi, B., Rezai, A. and
Valizadeh, M. 2006. Statistical projects in
agricultural research. Tehran University
Press. Pp: 263-264. (In Persian)
43.Zohary, M. 1969. The species of
Capparis in the Mediterranian and The
Near Easter countries. J. Bull Research
Counc Israel. 8: 49-64.