بهینه‌سازی پینه‌زایی و جنین‌زایی رویشی در دو ژنوتیپ گیاه دارویی چویل (Ferulago angulata L.)

نوع مقاله: پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی کارشناسی ارشد دانشگاه یاسوج

2 عضو هیأت علمی دانشگاه یاسوج

3 استادیار دانشگاه یاسوج

4 دانشیار دانشگاه یاسوج

چکیده

سابقه و هدف: جنین‌زایی رویشی در راستای تولید بذر مصنوعی یکی از روش‌های موثر جهت غلبه بر مشکلات کشت، تکثیر و حفاظت برخی گیاهان دارویی معرفی شده است. بدین منظور پینه‌زایی، جنین‌زایی و تعداد جنین رویشی چویل (Ferulago angulata L.) در محیط کشت موراشیگ و اسکوگ رقیق شده (1/4MS) در قالب سه آزمایش جداگانه بررسی شدند.
مواد و روش‌ها: آزمایش اول (پینه‌زایی) به صورت فاکتوریل دو عاملی شامل ترکیب هورمونی (در 10 ترکیب غلظت نفتالین استیک اسید (NAA) و بنزیل آمینوپورین (BAP)) و ژنوتیپ (دو ژنوتیپ کوه‌گل و چهل چشمه) در قالب طرح کاملاً تصادفی با سه تکرار در آزمایشگاه مرکزی دانشکده کشاورزی دانشگاه یاسوج انجام شد. عامل‌های آزمایشی در آزمایش دوم (جنین زایی رویشی) شامل ژنوتیب، ریزنمونه و نور (نور کامل و تاریکی) بودند. در آزمایش بررسی تعداد جنین رویشی (آزمایش سوم) بعد از مشاهده علائم ظهور جنین‌ اژدری تعداد جنین‌های کروی، قلبی و اژدری تشکیل شده بر سطح پینه‌ جنین‌زا در هر ژنوتیپ شمارش و با استفاده از آزمون T مقایسه شدند.
یافته‌ها: در آزمایش پینه‌زایی، ژنوتیپ و ترکیب هورمونی در ترکیب با یکدیگر تأثیر زیادی بر میزان پینه‌زایی نشان دادند، به‌طوری که برهمکنش این دو تیمار در سطح احتمال 1 درصد معنی‌دار شد. ریزنمونه‌های حاصل از ریشه‌چه و ساقه‌چه در هر دو رقم چویل در غلظت 5/1 میلی‌گرم در لیتر NAA و 5/1 میلی‌گرم در لیتر BAP تشکیل پینه دادند. در این شرایط کمترین میزان درصد پینه‌زایی (صفر) مربوط به تیمار شاهد (فاقد هورمون) و ترکیباتی بود که یا از غلظت‌ بالای اکسین در مقابل غلظت سیتوکینین استفاده شد و یا یکی از هورمون‌ها در محیط کشت حضور نداشت. در آزمایش جنین‌زایی رویشی (آزمایش دوم) ریزنمونه ساقه‌چه در کوه‌گل و ریز نمونه ریشه‌چه در چهل‌چشمه تشکیل جنین کروی دادند؛ نتایج این آزمایش همچنین نشان داد که ریزنمونه‌ ساقه‌چه در رقم کوه‌گل و ریزنمونه‌ ریشه‌چه در رقم چهل‌چشمه تحت روشنایی با کاهش غلظت اکسن پینه‌های سفید رنگ با بافت ترد و شکننده و دارای خاصیت جنین‌زایی تولید کردند. با انتقال پینه‌های حاوی جنین کروی به محیطی فاقد هورمون ادامه نمو جنین‌های کروی به مرحله اژدری طی شد. در آزمایش بررسی تعداد جنین رویشی (آزمایش سوم) چون شرایط تشکیل پینه جنین‌زا یکسان بود، بنابراین فقط دو ژنوتیپ از لحاظ تعداد جنین رویشی مقایسه شد و مشاهده شد که هر دو ژنوتیپ پاسخ یکسانی را به تشکیل جنین رویشی نشان دادند.
نتیجه گیری: در مجموع یافته‌های این آزمایش نشان داد که نوع ریزنمونه‌ به ژنوتیپ بستگی دارد و می‌توان از طریق پینه‌های با بافت ترد و شکننده جنین رویشی تولید و برای تهیه بذر مصنوعی استفاده نمود.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

Optimization of Callus Induction and Somatic Embryogenesis in Two Genotypes of Medicinal Chavil Plant (Ferulago angulata L.)

نویسندگان [English]

  • E. Sorbi 1
  • A. Moradi 2
  • A. Masoumi Asal 3
  • H. R. Baloochi 4
1 MSc student, yasouj university
چکیده [English]

Background and objectives: In order to produce artificial seed, somatic embryogenesis has been introduced as one of the most effective methods to overcome the problems of cultivation, propagation and conservation of medicinal plants. For this reason, callus induction, embryogenesis and somatic embryos of Chavil (Ferulago angulata L.) were evaluated on diluted Murashige and Skoog growth medium ( MS) in three separate experiments.
Materials and methods: The first experiment (callus induction) was done in a two factors factorial experiment consists of hormones combination (in 10 concentration combination of naphthalene acetic acid (NAA) and benzyl amino-purine (BAP)( and genotype (Koohgol and Chehel-Cheshmeh genotypes) based on a completely randomized design with three replications in the central laboratory of agricultural college, yasouj univeristy. Factors of the second experiment (somatic embryogenesis) were consisted of genotype, explant (root and shoot) and light (full light and dark). In the third study (assessment of somatic embryo), after seeing signs of torpedo embryo, number of globular, heart and torpedo embryos formed on the surface of embryogenic calluses in each genotype counted and were compared using T-test.
Results: In callus induction experiment (first experiment), genotype and hormonal composition in combination had a great impact on callus induction, so that the interaction between the two treatment groups was significant at 1% probability level. Explants of root and shoot in both genotypes were produced pre-embryo in the same concentration (1.5 mg/l) of NAA and BAP. Under this condition, the lowest callus induction percentage (zero ) was observed in the control (hormone-free) and the treatments that high concentrations of auxin or cytokinin concentration was used and or one of the hormones was absent in the growth medium. In the embryogenesis experiment (second experiment) shoot and root explants have formed globular embryo in Koohgol and Chehel-cheshmeh genotypes, respectively. The results of this experiment also showed that under illumination condition, by decreasing auxin concentration the shoot explant in Koohgol and root explant in the Chehel-cheshmeh have produced calluses with white and brittle texture with capability to producing embryo. By transferring calluses with globular embryos to hormone-free medium, development of globular embryo to torpedo was continued. In the third study (assessment of somatic embryo), as embryogenic callus formation conditions were the same, so only two genotypes were compared in terms of the number of somatic embryo and observed that both genotypes answered similarly to somatic embryo formation.
Conclusion: Overall results of this experiment showed that explant type is related to genotype and it is possible to produce somatic embryos and synthetic seed by using callus with white and brittle texture.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Pro-embryo
  • Callus Induction
  • Embryogenesis
  • Chavil
  • Growth Medium
adjust: auto; -webkit-text-stroke-widt1. Abdolahi, M., Moini, A., Haddadi, P., and Jalali Javaran, M. 2003.
Embryogenesis of microspore isolates cultured in different cultivars of rapeseed
(Brassica napus L.). Pajouhesh and Sazandegi. J. 60: 52-48. (In Persian)
2. Amiri, S., Kazemitabaar, S.K., Ranjbar, G.A., and Azadbakht, M. 2011. The
effect of different carbon sources and concentrations, and growth regulators on
anther culture and embryogenesis of Datura stramonium L. J. Plant Prod. 18:
2.77-92. (In Persian)
3. Ghasemian, K.H., Nazari, S., Chehregani Rod, A., and Mirzayi Asl, A. 2011.
Stage of somatic embryogenesis derived from seed embryo in Vosha (Dorema
ammoniacum L.). J. Cells Tiss. Sci. Res. 3: 1.21-27.
4. Goran, A., Mozafari, A.A., and Ghaderi, N. 2012. Somatic embryogenesis in
ivy and leaves in varieties of "Rasha" and "Khoshnave" in grape (Vitis vinifera
L.). Iranian Conference of Grapes and Raisins Uni. of Malayer. Pp: 1-6. (In
Persian)
5. Huda, A.K.M.N., Rahman, M., and Bari, M.A. 2007. Effect of carbon source in
alginate bead on synthetic seed germination in eggplant (Solanum melongena
L.). J. Plant Sci. 2: 5.538-544.
6. Jahantab, A., Sepehri, A., Myrdeilami, G., Ghasemi-Arian, A., and Nouri, S.
2011. Aut-Ecology evaluation of medicinal plant Ferulago angulata (Schlecht)
Boiss. In Central Zagros (Zone of kohgiloye). J. Plant. Sci. Res. 24: 4.1-8. (In
Persian)
7. Jimenes, V. 2001. Regulation of in-vitro somatic embryogenesis with emphasis
on to the role of endogenous hormones. Revista Brasileira de Fisiologia
Vegetal, 13: 2. 196–223.
8. Khosravi, S., Azghandi, A.V., Hadad, R., and Mojtahedi, N. 2007. In vitro
micropropagation of Lilium longiflorum. J. Agr. Res: Seed Plant. 23: 159- 168.
(In Persian)
9. Kiani Abari, M., Mashayekhi, K., and Kamkar, B. 2010. Comparison of somatic
embryogenesis compatibility in some organs of two breeded and native
cucumber cultivars in B5 medium. Quintuplicate new View National Congress
in Agriculture. Pp: 1-4.
10.Mashayekhi, K. 2007. Somatic embryogenesis in plants. Makhtoumghuly
faraghi Press. 483p.
11.Merkle, S.A., Parrott, W.A., and Flinn, B.S. 1995. Morphogenetic aspects of
somatic embryogenesis, in In Vitro Embryogenesis in plants. Kluwer Academic
Publishers, London, Pp: 155-203.
12.Mohajer, S., Taha, R., Khorasani, A., and Yaacob, J. 2012. Induction of
different types of callus and somatic embryogenesis in various explants of
Sainfoin (Onobrychis sativa). Australian. J. Crop Sci. 6: 8. 1305-1313.
13.Mohammadi Nasab, A., Matlabi Azar, A.R., and Parandin, R. 2011. The effect
of different concentrations of 2,4-D on somatic embryogenesis using cell
culture hypocotyl thin layer of hay, Varities Karysary and Rangelander. J. Plant.
Bio. 3: 7.73-84.
14.Mortazavi, R. 2013. Determination of the best component of hormone for
embryo plant, micropropagation and callus induction in herbal plant chavil
(Ferulago angulata). Thesis of M.Sc. Yasouj Uni. 70p. (In Persian)
15.Movahedi Dehnavi, M. 2011. Effect of seed dormancy breaking treatments on
germination and vigor of plants Chavilan, Iranian caraway, lemon balm, cumin
and coneflower. The final report of the research Project, Yasouj Uni. 69p. (In
Persian)
16.Suhasini, K., Sagare, A.P., and Krishnamurthy, K.V. 1994. Direct Somatic
embryogenesis from mature embryo axes in chickpea (Cicer arietinum L.). J.
Plant Sci. 102: 189-194.
17.Takeda, T., Inose, H., and Matsuoda, H. 2003. Stimulation of somatic
embryogenesis in carrot cells by the addition of the calcium. J. Biochem. Eng. J.
14: 2. 143-148. (In Persian)
18.Taran, M., Ghasempour, H.R., and Shirinpour, E. 2010. Antimicrobial activity
of essential oils of Ferulago angulata subsp. Carduchorum. Jundishapur J.
Microbiol. 3: 1. 10-21.
19.Tavakoli, M., Mashayekhi, K., and Ghaderi-Far, F. 2014. The effect of
molybdenum in B5 medium containing nitrate and ammonium on somatic
embryogenesis of carrot petiole. J. Plant Prod. Res. 21: 3. 117-134. (In Persian)
20.Theiler, H., and Kagi, A. 1991. Cloning in vitro and somatic embryogenesis in
Foeniculum vulgare (fennel) of zeta fino and zefa tard. J. Acta Hort. 300: 1.
287-291.
21.Trigiano, R., and Gray, D. 2000. Plant tissue culture concepts and laboratory
exercises. 2nd Edition, CRC Press, Boca Raton, 430p.
22.Werbrouck, S., Debergh, U., and Debergh, P. 1994. Plant cell culture: a
practical approach. Socond edition Oxford university press, Oxford, England.
Pp: 127-145.
23.Yanjie, C.H. 2003. Callus induction and plant regeneration from leaf explants of
tobacco. J. Huazhong Agri. Uni. 2: 1-3.
24.Yan-xia, W., Xing-fen, W., Zhi-ying, M., Gui-yin, Z., and Gai-ying, H. 2006.
Somatic embryogenesis and plant regeneration from two recalcitrant genotypes
of Gossypium hirsutum L. Agricultural Sciences in China. 5: 5.323-329.
25.Zarinpanje, N., Oladzade Abassabadi, A., and Omidi, M. 2012. Effect of plant
growth regulators and vitamin on callus induction, somatic embryogenesis and
plantlet production of medicinal plant Aloe vera (Aloe vera L.). Iranian J.
Rangeland and Forest Plant Breeding and Genetic Research. 20: 2. 191-181. (In
Persian)