تأثیر تنظیم‌کننده‌های رشد بر ریزازدیادی پایه‌رویشی GF677 در شرایط محیط‌کشت مایع

نوع مقاله : پژوهشی

نویسندگان

1 بخش تحقیقات علوم زراعی و باغی، مرکز تحقیقات، آموزش کشاورزی و منابع طبیعی استان کرمانشاه، سازمان تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی، کرمانشاه، ایران

2 دانش‌آموخته کارشناسی‌ارشد گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشگاه کردستان، سنندج، ایران

3 گروه زراعت و اصلاح نباتات، دانشگاه کردستان، سنندج، ایران

چکیده

ممقدمه: پایه GF677 (دو‌رگ بین هلو و بادام)، یک پایه مناسب برای هلو، شلیل و بادام است که به طور گسترده در سراسر دنیا استفاده می-‌شود. به دلیل کارایی کم ازدیاد از طریق قلمه، کشت‌بافت روشی مناسب و سریع برای ازدیاد این پایه است. در محیط مایع تماس بافت گیاهی با محیط‌کشت بهتر، تکثیر سریعتر، و هزینه تولید کاهش می‌یابد. بنابراین هدف این تحقیق بهبود پرتکل ریزازدیادی پایه GF677، با استفاده از محیط‌کشت مایع بود.
مواد و روش‌ها: در این تحقیق ریزنمونه‌های گره ضدعفونی شده در محیط‌‌کشت‌‌های MS، B5 و WPM در حالت مایع حاوی هورمون-‌های BA (بنزیل‌آدنین)، در پنج غلظت 25/0، 5/0، 1، 2 و 4 میلی‌‌گرم بر لیتر و IBA (ایندول-3- بوتیریک اسید)، در چهار غلظت 0، 1/0، 25/0 و 5/0 میلی‌‌گرم بر لیتر بررسی شد. آنالیز داده‌‌ها اساس روش آماری فاکتوریل در قالب طرح کاملاٌ تصادفی و مقایسات میانگین داده‌‎ها به روش آزمون LSD در سطح احتمــال 5% انجام شد.
نتایج و بحث: نتایج نشان داد که حداکثر تعداد شاخساره (44/2 شاخساره) در محیط مایع WPM با غلظت 1 میلی‌‌گرم در لیتر BA ‌و بلندترین طول شاخساره‌ها در محیط‌‌کشت حاوی 1 میلی‌‌گرم در لیتر BA و 25/0 میلی‌‌گرم در لیتر IBA در محیط‌‌کشت B5 مشاهده شد. این مطالعه نشان داد تعداد شاخساره با افزایش غلظت BA تا غلظت مشخصی افزایش یافت. به نظر می‌رسد که بین غلظت BA و تعداد شاخساره تا یک غلظت خاصی از BA، رابطه مثبت وجود دارد به طوری که تعداد شاخساره در غلظت 1 میلی‌گرم در لیتر BA به بیشترین تعداد خود رسید. در غلظت‌های بالاتر از 1 میلی‌گرم در لیتر BAP، تعداد شاخساره‌ها کاهش یافت. به نظر می‌رسد پایه GF 677 دارای مقادیری از تنظیم‌کننده‌های رشد به صورت درون‌زا باشند، به طوری که کاربرد غلظت کمی از تنظیم کننده‌های رشد برون‌زا برای پرآوری آن‌ها کافی است . به نظر می_رسد مقدار مشخصی از BA برای به دست آوردن بیشترین باززایی مورد نیاز است و غلظت‌های بالاتر BA سبب ایجاد مقدار زیادی کالوس می‌شود که در کشت‌بافت برای تولید شاخساره مناسب نیست.
جهت ریشه‌زایی، شاخساره‌ها را به محیط‌کشت MS جامد حاوی 1 میلی‌‌گرم در لیتر IBA و 5/0 میلی‌‌گرم در لیتر BA منتقل و 33 درصد ریشه‌زایی حاصل شد. گیاهچه‌های ریشه‌دار شده در محیط‌ شامل پرلیت، ماسه و خاک به نسبت 1:2:1 قرار گرفتند. 90 در‌صد نمونه‌‌های انتقال یافته به محیط خاکی زنده مانده و رشد طبیعی داشتند.
نتیجه‌گیری: ریز‌ازدیادی پایه GF677 تحت تأثیر محیط‌‌کشت‌ (MS، B5 و WPM) و تنظیم‌کننده‌های رشد قرار گرفت. محیط‌‌کشت WPM همراه با 1 میلی‌‌گرم در لیتر BA ‌با صددرصد باززایی ریزنمونه‌ها و تولید بیشترین تعداد شاخساره ‌(44/2 شاخساره)، مناسب‌ترین محیط-‌کشت در بین سایر محیط‌‏های کشت مورد استفاده بود.

کلیدواژه‌ها

عنوان مقاله [English]

The effect of growth regulators on micropropagatin of GF677 rootstock under liquid mediumconditions

نویسندگان [English]

  • Mohammad Gerdakaneh 1
  • Maryam Mohamadi 2
  • Hedieh Badakhshan 3
  • Issa Arji 1
1 Crops and Horticultural Science Research Department, Kermanshah Agricultural and Natural Resources Research and Education Center, AREEO, Kermanshah, Iran,
2 M.Sc. Graduate, Dept. of Agronomy and Plant Breeding, University of Kurdistan, Sanandaj, Iran
3 3Dept. of Agronomy and Plant Breeding, University of Kurdistan, Sanandaj, Iran
چکیده [English]

Introduction: GF667 is a hybrid of Prunus Amygdalus × Prunus persica and is the most commonly used rootstock for peach, nectarines and almonds. Due to low efficiency of propagation trough cutting, tissue culture is a good and fast method for propagation of GF667. In the liquid medium, contact between the plant tissue and the medium is better, propagation is accelerated, and cost of production is reduced. Therefore, the aim of this study was to optimize micropropagation methods for GF677 rootstock by using liquid culture system.
Materials and Methods:
In this study, sterile nodal explants were cultured on different media include Murashige and SKoog (MS), Woody plant medium (WPM) and Gamborg (B5) supplemented with various concentrations of BA (benzyl adenine) at concentrations of 0.25, 0.5, 1, 2 and 4 mg/L and IBA (indole-3-butyric acid) at concentrations of 0, 0.1, 0.25 and 0.5 mg/L. Elongated shoots of GF677 were cultured on MS medium supplemented with 0.25, 0.5, 1.0 and 2.0 mg/l IBA and 0.0, 0.1, 0.2 and 0.5 mg/l BA for rooting. Factorial analysis of variance was carried out and differences between means were scored with LSD tests.
Results and Discussion: Effect of different culture media (MS, B5 and WPM) and growth regulators (BA and IBA) on number of shoots per proliferated explant of GF-677 showed that the maximum number of shoots (2.44 shoots) was obtained in WPM medium at a concentration of 1 mg / l BA and the highest shoot length was obtained with 1 mg / l BA and 0.25 mg / l IBA in medium B5.
As concentration of BA increased to 1 mg/l, the number of shoot also increased. It sounds that there is a positive correlation between concentration of BA and number of shoot to a certain concentration of BA, so that number of shoot reaches its peak at concentration of 1 mg/l BA. At concentrations higher than 1 mg/l BA decrease in number of shoots can be seen. It shows that when concentration of BA was in excessive amount, it resulted in decrease of shoot number. One of the possible reason can be reductive effect of higher concentrations of BA. Apparently a certain amount of BA is required to obtain the best effect. Higher concentrations of BA brought about formation of high amount of callus which is not appropriate in tissue culture.
On MS medium containing 1.0 mg/L IBA and 0.5 mg/l BA, a maximum rooting efficiency was obtained. Rooted plants were transferred in terrestrial environments combination of perlite, sand and soil in the ratio of 1: 2: 1 respectively. Rooted plantlets were successfully acclimatized and transferred to potting mix with 90% survival and grow naturally after strengthening and transferred to soil.
Conclusions: The shoot multiplication of GF677 was influenced by the media (MS, B5 and WPM) and growth regulators. The WPM medium at a concentration of 1 mg/l BA gave the best results (2.44 shoots) for the proliferation of cultures from explant among the tested media.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Culture medium
  • Growth regulatore
  • Micropropagation
  • Vegetative rootstock

مراجع

1.Akba, F., Iskalan, Ç., Naml, S. and ErolAk, B. 2008. Effect of plant growth regulators on in vitro shoot multiplication of Amygdalus communis L. cv. Yaltsinki. Afr. J. Biotechnol. 8: 22. 6168-6174.
2.Akbarpour, E., Imani, A. and Ferdowskhah Yeganeh, S. 2017. Physiological and Morphological Responses of Almond Cultivars under In Vitro Drought Stress. J. Nuts. 8: 1. 61-72.
3.Afreen, F. 2007. Temporary immersion bioreactor. Plant Tiss. Cult. Eng.6: 87-201.
4.Ainsley, P.J., Collins, G.G. and Sedgley, M. 2001. In vitro rooting of almond (prunusdulcis mill.). In Vitro Cell. Dev. Biol. 37: 778-785.
5.Ali, A., Ahamad, T., Abbasi, N.A., Hafez, I. and Ahmad, H.I. 2009. Effect of Different concentrations of auxin on
in vitro rooting of olive cultivar Moraiolo. Pak. J. Not. 41: 3. 1223-1231.
6.Alvard, D., Cote, F. and Teisson, C. 1993. Comparison of methods of liquid medium culture for bananapropagation. Effects of temporary immersion of explants. Plant Cell Tiss. Org. 32: 55-60.
7.Amiri, M.E. 2002. Mass Propagation of a Unique Variety of Pear (Pyruspyrifolia Nak. Cv. Sebri) by shoot Tip Culture
in vitro. Acta Hort. 587: 55-56.
8.Ammer, M. 1999. Performance of Hansen, GF655 and GF677 peach rootstocks for rooting with the use of IBA under greenhouse condition. M.Sc. Thesis, Univ. Arid Agri. Rawalpindi, Pakistan. 65p.
9.Ansar, A., Touqeer, A., Nadeem, A.A. and Eshfaq, A.H. 2009. Effect of different media and growth regulators on in vitro shoot proliferation of olive cultivar 'Moraiolo'. Pak. J. Bot. 41: 783-795.
10.Andreu, P. and Marin, J.A. 2005.In vitro culture establishment and multiplication of the prunus rootstock Adesoto 101 (P. insititia L.) as affected by the type of propagation of the donor plant and by the culture medium composition. Sci Hort. 106: 258-267.
11.Biswas, M., Islam, R. and Hossian, M. 2007. Somatic embryogenesis in strawberry (Fragaria sp.) Through callus culture. Plant Cell Tiss Org.90: 40-45.
12.Channuntapipat, C., Sedgley, M. and Collins, G. 2003. Micropropagation of almond cultivars Nonpariel and NePlus Ultra and the hybrid rootstocks Titan × Nemaguard. Sci Hort. 98: 473-484.
13.Cheong, E.J. and An, C. 2015. Effect of carbohydrates on in vitroshoot growth of various Prunus species. Korean J. Plant Res. 28: 357-362.
14.Debnath, S.C. 2005. Strawberry sepal: another explant for thidiazuron-induced adventitious shoot regeneration. In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant. 41: 671-676.
15.Debnath, S.C. 2006. Zeatin overcomes thidiazuron-induced inhibition of shoot elongation and promotes rooting in strawberry culture in vitro. J. Hort. Sci. Biotech. 81: 349-354.
16.Debergh, P.C. 1987. Effects of agar brand and concentration on thetissue culture medium. Physiol. Plant. 59: 2. 270-276.
17.Dobránszki, J. and Teixeira da Silva, J.A. 2010. Micropropagation of apple - A review. Biotechnol. Adv. 28: 462-488.
18.Durkovic, J. 2006. Rapid micropropagation of mature wild cherry. Biol Plantarum.50: 733-736.
19.Fotopoulos, S. and Sotiropoulos, T.E. 2005. In vitro rooting of PR204/84 rootstock (Prunus persica ×P. amygdalus) as influenced by mineral concentration of the culture medium and exposure to darkness for a period. Agron. Res. 3: 1. 3-8.
20.Godoy, S., Tapia, E., Seit, P., Andrade, D., Sánchez, E., Andrade, P., Almeida, A.M. and Prieto, H. 2017. Temporary immersion systems for the mass propagation of sweet cherry cultivars and cherry rootstocks: development of a micropropagation procedure and effect of culture conditions on plant quality.In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant.53: 494-504.
21.Hartmann, H.T., Kester, D.E.,Davies, Jr.F.T. and Geneve, R.L. 2007. Plant Hormones. In: Plant Propagation: Principle and Practices. 7th edition, Prentice-Hall, New Delhi. Pp: 292-320.
22.Hassan, S.A.M. and Zayed, N.S. 2018. Factor Controlling Micropropagationof Fruit Trees: A Review. Sci. Int.6: 1. 1-10.
23.Iskalan, Ç., Adıyaman, F., Naml, S., Tilkat, E. and Basaran, D. 2008. In vitro micropropagation of almond (Amygdalus communis L. cv. Nonpareil). Afr. J. Biotechnol. 7: 12. 1875-1880.
24.Kamali, K., Majidi, E. and Zarghami,R. 2006. Micropropagation of GF677 rootstocks (Prunus amygdalus × P. persica). Agris. 56: 175-177.
25.Maalej, M., Chaari, A.R. and Drira, N. 2006. Contribution to the improvement of olive tree somatic embryogenesis by mineral and organic analysis of zygotic embryos. Euphytica. 151: 31-37.
26.Majidi, E. and Davodi, D. 2005. Microtuber production in potato by periodical bioreactor. J. Agron. Sci.
5: 4. 302-304.
27.McCown, B.H. 2000. Woody shrubsand trees. In: Plant Tissue Culture: Techniques and Experiments. (Ed.): R.H. Smith, 2nd ed. Academic Press, New York. Pp: 123-134.
28.Meneguzzi, A., Gonçalves, M.J., Camargo, S.S., Grimaldi, F., Weber, G.C. and Rufato, L. 2017. Micropropagation of the new apple rootstock ‘G. 814’. Ciência Rural.47: 06. 1-5.
29.Nazary Moghaddam, R. and Yadollahi, A. 2012. Micropropagation of GF 677 Rootstock. J. Agric. Sci. 4: 5. 131-138.
30.Nezami Alanagh, E., Garoosi, G.A., Haddad, R., Maleki, S., Landín, M. and Gallego, P.P. 2014. Design of tissue culture media for efficient Prunus rootstock micropropagation using artificial intelligence models. Plant Cell Tiss Org. 117: 3. 349-359.
31.Nosrati, S.Z. 2003. In vitro propagation of some pear (Pyrus communis L.) cultivars. M.Sc. Thesis. The University of Tehran, Tehran, Iran.
32.Peyvandi, M., Noormohammadi, Z., Banihashemi, O., Farahani, F., Majid, A., Hosseini Mazinani, M. and Sheidai, M. 2010. Molecular Analysis of Genetic Stability in Long Term Micropropagated Shoots of Olea europaea L. (cv. Dezful). Asian J. Plant Sci. 8: 146-152.
33.Pilar, A. and Marin, J.A. 2005. In vitro culture establishment and multiplication of the Prunus rootstock ‘Adesoto 101’ (P. insititia L.) as affected by the type of propagation of the donor plant and by the culture medium composition. Sci Hort. 106: 258-267.
34.Pruski, K., Astatkie, T. and Nowak, J. 2005. Tissue culture propagation of Mongolian cherry (Prunus froticosa) and Nanking cherry (P. tomentosa). Plant Cell, Tiss. Org. 82: 207-211.
35.Ruzic, D.J.V. and Vujovic T.I. 2008. The effect of cytokinin types and their concentration on in vitro, multiplication of sweet cherry cv. Hort. Sci. 35: 12-21.
36.Sandal, I., Bhattacharya, A. andAhuja, P.S. 2001. An efficient liquid culturesystem for tea shoot proliferation. Plant Cell, Tiss. Org. 65: 75-80.
37.Sharifmoghaddam, N., Safarnejad, A., and Tabatabaei, S.M. 2011. The effect of plant growth regulators on callus induction and regeneration of GF677 rootstock. Int. J. Sci. Nat. 2: 4. 805-808.
38.Sepahvand, S., Ebadi, A., Kamali, K. and Ghaemmaghami, S.A. 2012.Effects of Myo-Inositol and Thiamine on Micropropagation of GF677(Peach × Almond Hybrid). J. Agric. Sci. 4: 275-280.
39.Sutter, E.G. 1996. General laboratory requirements, media and sterilization methods. In: Trigiano, R.N., Gray, D.J. (Eds.) Plant tissue culture concepts and laboratory Exercises, CRC Press, New York, Pp: 11-25.
40.Taiz, L. and Zeiger, E. 2002. Mineral Nutrition. In: Plant Physiology. 2nd ed. Sinaver Associates Inc. Pub. Pp: 67-86.
41.Tatari Vernosafadarani, M. and Mousavi, S.A. 2013. Optimization of in vitro culture in tetra, nemaguard and GF677 clonal rootstocks. J. Crop Improv. 15: 3. 103-115.
42.Thorpe, T.A. 2006. History of plant tissue culture. In: Plant Cell Culture Protocols. (Eds.): B.M. Loyola-Vargas, F. Vazquez-Flota. 2nd edn. Totowa, NJ.: Humana Press Inc. 9: 32.
43.Teixeira da Silva, J.A., Gulyás, A., Magyar-Tábori, K., Wang, M., Wang, Q. and Dobránszki, J. 2019. In vitro tissue culture of apple and otherMalus species: recent advances and applications. Planta. 249: 975.
44.Wiszniewska, A., Nowak, B., Kołton, A., Sitek, E., Grabski, K., Dziurka, M., Długosz-Grochowska, O., Dziurka, K. and Tukaj, Z. 2016. Rooting response of Prunus domesticaL. microshoots in the presence of phytoactive medium supplements. Plant Cell Tiss Org.125: 163-176.
45.Zia ul hasan, S., Ahmad, T., Ahmad hafiz, I. and Hussain, A. 2010. Direct plant regeneration from leaves of prunus rootstock GF677 (Prunus amygdalus × P. persica). Pak. J. Bot. 42: 6. 3817-3830.
پژوهش‌های تولید گیاهی
دوره 27، شماره 2
شهریور 1399
صفحه 43-57

فایل ها

هم رسانی

ارجاع به این مقاله

آمار