اثر نوع ریزنمونه و تنظیم کننده‌های رشد بر کالوس‌زایی و متابولیت‌های ثانویه کاسنی (Cichorium intybus L.)

نوع مقاله : مقاله کامل علمی پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی کارشناسی‌ارشد گروه باغبانی، دانشکده علوم زراعی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ساری، ایران

2 دانشیار گروه باغبانی، دانشکده علوم زراعی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ایران

3 استادیار گروه باغبانی، دانشکده علوم زراعی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری، ایران

چکیده

سابقه و هدف: گیاه کاسنی (Cichorium intybus L.) یک گیاه دارویی مهم دارای متابولیت‌های با ارزش است. کالوس کاسنی می‌تواند منبع خوبی برای تولید و استخراج متابولیت‌های ثانویه‌ی این گیاه باشد و غلظت تنظیم کننده‌های رشد و نوع ریزنمونه از عوامل اصلی اثرگذار در تولید کالوس کاسنی می‌باشند. هدف این پژوهش، بهینه‌سازی کالوس‌زایی و تولید متابولیت‌های ثانویه در گیاه کاسنی با استفاده از غلظت تنظیم کننده‌های رشد و نوع ریزنمونه است.
مواد و روش‌ها: اثر غلظت تنظیم کننده‌های رشد بنزیل آدنین (BA) (۰، ۵/۰، ۱ و ۲ میلی‌گرم در لیتر) و نفتالین استیک اسید (NAA) (۰، ۵/۰ و ۱ میلی‌گرم در لیتر) و نوع ریزنمونه (دمبرگ، ساقه، برگ) بر کالوس‌زایی و میزان تولید فنل و فلاونوئید کاسنی در آزمایشی به صورت فاکتوریل و در قالب طرح کاملاً تصادفی با سه تکرار مورد بررسی قرار گرفت. نخست سطح بذرها سترون گردید و سپس در محیط MS به منظور تهیه‌ی گیاهچه‌ی سترون کشت شدند. از این گیاهچه‌ها، پس از 4 تا 5 هفته، ریزنمونه‌های برگ، دمبرگ و ساقه در شرایط سترون تهیه شد. ریزنمونه‌ها در محیط کشت بافت گیاهی حاوی غلظت‌های مختلفBA و NAA کشت شدند. پس از 4 هفته، کالوس‌های بدست آمده از ریزنمونه‌های استریل برای اندازه‌گیری صفات درصد کالوس‌زایی، وزن ‌تر، وزن خشک، درصد ماده خشک، محتوای آب نسبی کالوس، میزان فنل، فلاونوئید، فعالیت آنتی‌اکسیدانی مورد استفاده قرار گرفتند.
یافته‌ها: بر اساس نتایج به دست آمده از تجزیه واریانس، اثر متقابل همه تیمارها اختلاف معنی داری را در سطح یک درصد نشان دادند. مقایسه میانگین‌های اثر متقابل تیمارها نشان داد که ریزنمونه‌ی‌ دمبرگ در تیمار ۲ میلی‌گرم در لیتر BA همراه با ۱ میلی‌گرم در لیتر NAA بیشترین میزان کالوس‌زایی را داشت. از طرف دیگر، بیشترین وزن ‌تر کالوس در ریزنمونه‌ی برگ در محیط کشت حاوی ۵/۰ میلی‌گرم در لیتر BA و ۵/۰ میلی‌گرم در لیتر NAA بدست آمد. همچنین بیشترین وزن خشک کالوس در ریزنمونه‌ی دمبرگ و ساقه در غلظت‌های ۱ و ۲ میلی‌گرم در لیتر BA و ۵/۰ میلی‌گرم در لیتر NAA بدست آمد. بیشترین درصد ماده خشک کالوس در ریزنمونه‌ی دمبرگ در غلظت۱ میلی‌گرم در لیترBA و ۵/۰ میلی‌گرم در لیتر NAA مشاهده شد. بیشترین میزان فنل و فلاونوئید در ریزنمونه‌ی دمبرگ و غلظت ۵/۰ میلی‌گرم در لیتر BA به تنهایی مشاهده گردید. کالوس تولید شده از ریزنمونه‌ی ساقه بیشترین خاصیت آنتی اکسیدانی را در محیط کشت حاوی ۱ میلی‌گرم در لیترBA و ۱ میلی‌گرم در لیتر NAA، نشان داد.
نتیجه گیری کلی: در مجموع، دمبرگ بهترین ریزنمونه برای تولید کالوس در ترکیب با تیمارهای ۲ میلی‌گرم در لیتر BA و ۱ میلی‌گرم در لیتر NAA و یا محیط حاوی ۵/۰ میلی‌گرم در لیتر BA و بدون NAA بود. افزون بر این، تیمارهای فوق، بیشترین میزان فنل و فلاونوئید را تولید نمودند که دارای بیشترین فعالیت آنتی اکسیدانی هم بودند.

کلیدواژه‌ها

عنوان مقاله [English]

Effect of Explant Types and Growth Regulators on Callus induction and Secondary Metabolites of Chicory (Cichorium intybus L.)

نویسندگان [English]

  • Afsaneh Koohsari 1
  • Vida Chalavi 2
  • Vahid Akbarpour 3
1 M.Sc. Student, Dept. of Horticulture, Faculty of Crop Sciences, Sari Agricultural Sciences and Natural Resources University, Sari, Iran,
2 Associate Prof., Dept. of Horticulture, Faculty of Crop Sciences, Sari Agricultural Sciences and Natural Resources University, Sari, Iran,
3 Assistant Prof., Dept. of Horticulture, Faculty of Crop Sciences, Sari Agricultural Sciences and Natural Resources University, Sari, Iran
چکیده [English]

Background and objectives: Chicory (Cichorium intybus L.) is an important medicinal plant with valuable medicinal metabolites. Chicory callus can be a good source for the production and extraction of secondary metabolites of this plant. Concentration of growth regulators and type of explants are the main factors affecting the production of chicory callus. The aim of this study was optimization of the callus and secondary metabolites production in chicory using the different concentration of growth regulators and explant types.
Materials and methods: The effect of different concentration of Benzyladenine (BA) (0, 0.5, 1, 2 mg/L and Naphthale acetic acid (NAA) (0, 0.5, 1 mg/L) and explants (petiole, stem and Leaf) on callus formation, phenolic and flavonoid production in chicory was investigated in a factorial based on completely randomized design experiment with three replications. First, the seeds were surface sterilized and then, they were cultured in MS medium to produce sterile seedlings. After 4 to 5 weeks, Leaf, petiole and stem explants were prepared from seedlings in sterile conditions. The explants were cultured in tissue culture medium containing different concentrations of BA and NAA. After 4 weeks, calluses obtained from sterile explants were used to measure the percentage of callus production, fresh and dry weight, dry matter percentage, callus relative water content, phenolic, flavonoid and antioxidant activity.
Results: Based on the results of variance analysis, the interaction of all treatments showed a significant difference at 1% level as compared to the control. The comparison of interactions between treatments showed that petiole explants had the highest callus production in the medium suplemented with 2 mg/L BA with 1 mg/L NAA. On the other hand, the highest callus fresh weight was obtained in leaf explant in treatment of 0.5 mg/L BA with 0.5 mg/L NAA. In addition, the highest callus dry weight was obtained in petiole and stem explant in treatment of 1 and 2 mg/L BA with 0.5 mg/L NAA. The highest percentage of callus dry matter observed in petiole explant in the medium suplemented with 1 mg/L BA and 0.5 mg/L NAA. The highest phenol and flavonoid content observed in petiole explant in the medium suplemented with of 0.5 mg/L BA alone. The callus produced from the stem explants showed the highest antioxidant activity in the treatment of 1 mg/L BA and 1 mg/L NAA.
Conclusion: Overall, the best explant for callus production was petiole in combination with treatments of 2 mg/L BA and 1 mg/L NAA or the medium containing 0.5 mg/L BA without NAA. Moreover, the above treatments produced the highest levels of phenol and flavonoids, which had the most antioxidant activity too.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Benzyladenine
  • Callus
  • Phenol
  • Flavonoid
  • Naphthale acetic acid

مراجع

1.Abou-Arab, E.A. and Abu-Salem, F.M. 2010. Evaluation of bioactive compounds of Stevia rebaudiana leaves and callus. Afr. J. Food Sci. 4: 10. 627-634.
2.Al Khateeb, W., Hussein, E., Qouta,L., Alu’datt, M., Al-Shara, B. andAbu-Zaiton, A. 2012. In vitro propagation and characterization of phenoliccontent along with antioxidant and antimicrobial activities of Cichorium pumilum Jacq. Plant Cell, Tiss. Organ. Cult. 110: 1. 103-110.
3.Al-Snafi, A.E. 2016. Medical importance of Cichorium intybus–A review. IOSR J. Pharm. 6: 3. 41-56.
4.Amid, A., Johan, N.N., Jamal, P. and Zain, W.N.W.M. 2011. Observation of antioxidant activity of leaves, callus and suspension culture of Justicia gendarusa. Afr. J. Biotechnol. 10: 81. 18653-18656.‏
5.Chang, C.C., Yang, M.H., Wen, H.M. and Chern, J.C. 2002. Estimation of total flavonoid content in propolis by two complementary colorimetric methods. J. Food Drug Anal. 10: 3. 178-182.
6.Ebrahimzadeh, M.A., Pourmorad, F.and Hafezi, S. 2008. Antioxidant activities of Iranian corn silk. Turk. J. Biol. 32: 1.43-49.
‏7.Falleh, H., Ksouri, R., Chaieb, K., Karray-Bouraoui, N., Trabelsi, N., Boulaaba, M. and Abdelly, C. 2008. Phenolic composition of Cynara cardunculus L. organs, and their biological activities. C. R. Biol. 331: 5. 372-379.‏‏
8.Firoozie, T., Esmaeilzadeh Bahabadi, S., Fakheri, B.A. and Fahmideh, L. 2015. Increasing of flavone synthase gene expression and flavonoid compounds and antioxidant enzymes activity of Cuminum cyminum by salicylic acid. I. G. S.
10: 4. 497-506. (In Persian)
9.Hadizadeh, H., Mohebodini, M. and Esmaeilpoor, B. 2016. Effects of auxins on induction and establishment of adventitious and hairy roots culture of the medicinal plant chicory (Cichorium intybus L.). Iranian J. Med. Arom. Plant. 32: 3. 389-397. (In Persian)
10.Hasanloo, T., Rezazadeh, S. and Rahnama, H. 2009. Hairy roots as a source for production of valuable pharmaceutical materials. J. Med. Plants. 8: 29. 1-190.‏
11.Hegazi, G.A.E. and El-Lamey, T.M. 2011. In vitro production of some phenolic compounds from Ephedra alata Decne. J. Appl. Environ. Biol. Sci. 1: 8. 158-163.
12.Ji, A., Geng, X., Zhang, Y. andWu, G. 2011. Advances in somatic embryogenesis research of horticultural plants. Am. J. Plant Sci. 2: 06.727.
13.Keramat, B. and Daneshmand, F. 2012. Dual role of methyl jasmonate in physiological responses of soybean (Glycine max L.) plant. J. Plant Proc. Func. 1: 1. 26-38. (In Persian)
14.Soleimani, T., Keyhanfar, M., Piri, Kh. and Hanloo, T. 2014. Callus induction in Burdock (Arctium lappa L.). J. Cell Mol. Med. 27: 2. 252-259. (In Persian)
15.Khan, T., Krupadanam, D. and Anwar, S.Y. 2008. The role of phytohormone on the production of berberine in the calli cultures of an endangered medicinal plant, turmeric (Coscinium fenestratum L.). Afr. J. Biotechnol. 7: 18. 3244-3246.
16.Koohi, L., Zare, N., Asghari-Zakaria, R. and SheikhZadeh-Mosaddegh, P. 2014. The effect of plant growth regulators and different explants on the response of tissue culture and cell suspension cultures of german chamomile (Matricaria chamomilla L.). Agric. Sci. 8: 2. 30. 203-214. (In Persian)
17.Mahmood, I., Razzaq, A., Khan, Z.U., Hafiz, I.A. and Kaleem, S. 2012. Evaluation of tissue culture responses of promising wheat (Triticum aestivum L.) cultivars and development of efficient regeneration system. Pak. J. Bot.44: 1. 277-284.
18.Mastuti, R., Munawarti, A. and Firdiana, E.R. 2017. The combination effect of auxin and cytokinin on in vitro callus formation of Physalis angulata L.A medicinal plant. AIP Conf. Proc. 1908: 040007. 1-6.‏
19.Mehrabani, B., Nazeri, S. and Piri, Kh. 2014. Effect of BA and NAA hormones on shoot regeneration and total phenol and flavonoied compounds of chaei koohi (Stachy slavandulifolia Vahi.)in vitro culture. Agric. Biotechnol.4: 1. 1-9. (In Persian)
20.Mortazavi, R., Dehdari, M. and Masoumiasl, A. 2016. Study of Callus Induction of Medicinal Chavil Plant (Ferulago angulata B.) Using Types of Explants and Growth Regulators. Agric. Biotechnol. 6: 2. 73-80. (In Persian)
21.Murashige, T. and Skoog, F. 1962. A Revised Medium for Rapid Growth and Bio Assays with Tobacco Tissue Cultures. Physiol. Plant. 15: 3. 473-497.
22.Pasternak, T., Miskolczi, P., Ayaydin, F., Mészáros, T., Dudits, D. and Fehér, A. 2000. Exogenous auxin and cytokinin dependent activation of CDKs and cell division in leaf protoplast-derivedcells of alfalfa. Plant Growth Regul.32: 2-3. 129-141.‏
23.Ranjitha Kumari, B.D., Velayutham, P. and Anitha, S. 2007. A comparative study on inulin and esculin content of in vitro and in vivo plants of Chicory (Cichorium intybus L. cv. Lucknow Local). Adv. Biol. Res. 1: 1-2. 22-25.
24.Rao, S.R. and Ravishankar, G.A. 2002. Plant cell cultures: chemical factories of secondary metabolites. Biotechnol. Adv. 20: 2. 101-153.‏
25.Ravandi, E.G., Rezanejad, F. and Dehghan, E. 2014. In vitro regeneration ability of diploid and autotetraploid plants of Cichorium intybus L. Cytol. genet. 48: 3. 166-170.
26.Rehman, R.U., Israr, M., Srivastava, P.S., Bansal, K.C. and Abdin, M.Z. 2003. In vitro regeneration of witloof chicory (Cichorium intybus L.) from leaf explants and accumulation of esculin.In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant.39: 2. 142-146.
27.Rostami, R., Abrishamchi, P. and Lahoti, M. 2011. Callus induction and plant regeneration from meristem culture of potato (Solanum tuberosum L.). Mater. Energy. 10: 4. 1011-1032.(In Persian)
28.Salaripour, S., Karimzadeh, G., Moieni, A. and Tarkesh Esfahani, S. 2016. Production of cell suspensions from oriental tobacco (Nicotiana tabacum) cultivars for cell line development.J. Agric. Biotechnol. 6: 2. 1-11.(In Persian)
29.Shariatifar, N., Kamkar, A., Shams Ardekani, M., Misaghi, A., Jamshidi, A.H. and Jahed Khaniki, Gh. 2012. Quantitative and qualitative study of phenolic compounds and antioxidant activity of plant Pulicaria Gnaphalodes. J. Gonabad Univ. Med. Sci. 18: 1. 35-42. (In Persian)
30.Sun, Y.L. and Hong, S.K. 2010.Effects of plant growth regulators andL-glutamic acid on shoot organogenesis in the halophyte Leymus chinensis (Trin.). Plant Cell, Tissue Organ Cult. 100: 3. 317-328.
31.Tadhani, M.B. and Subhash, R. 2006.In vitro antimicrobial activity ofStevia rebaudiana Bertoni leaves. Trop. J. Pharm. Res. 5: 1. 557-560.‏
32.Velayutham, P., Ranjithakumari, B.D. and Baskaran, P. 2006. An efficientin vitro plant regeneration systemfor Cichorium intybus L. an important medicinal plant. J. Agric. Technol.2: 2. 287-298.
‏33.Zebarjadi, A.R., Motamedi, M.J., Taravat, E. and Ismaili, A. 2013. Micropropagation of medicinal purple coneflower (Echinacea purpurea L.) using cotyledon and hypocotyl segments. J. Plant Res. 26: 3. 311-319. (In Persian)
34.Zia, M., Mannan, A. and Chaudhary, M.F. 2007. Effect of growth regulators and amino acids on artemisinin production in the callus of Artemisia absinthium. Pak. J. Bot. 39: 2. 799-805. 
پژوهش‌های تولید گیاهی
دوره 27، شماره 2
شهریور 1399
صفحه 59-72

فایل ها

هم رسانی

ارجاع به این مقاله

آمار