تأثیر طیف‌های نور و تنظیم کننده‌ رشد تیدیازورون بر رویان‌زایی و سیستم فتوسنتزی ارکیده فالانوپسیس

نوع مقاله : مقاله کامل علمی پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی کارشناسی‌ارشد گروه باغبانی، پردیس ابوریحان دانشگاه تهران، پاکدشت، ایران

2 استادیار گروه باغبانی، پردیس ابوریحان دانشگاه تهران، پاکدشت، ایران

3 دانشیار گروه فناوری صنایع غذایی، پردیس ابوریحان دانشگاه تهران، پاکدشت، ایران

چکیده

سابقه و هدف: فالانوپسیس (Phalaenopsis amabilis) از انواع ارکیده های مناطق گرمسیری است که در سالیان اخیر به عنوان گیاه گلدانی و گل شاخه بریده در بازار ایران بسیار مورد توجه قرار گرفته است. به دلیل تخصصی بودن روش کشت و عدم تولید نشاء این گیاه در داخل کشور، پرورش دهندگان داخلی مجبور به واردات گیاهچه های فالانوپسیس از کشورهای دیگر هستند. با وجود مشکلات فراوان از قبیل تلفات حمل و نقل، قرنطینه سخت گیرانه و زمان بر، قیمت و هزینه های تمام شده بالا در تولید، واردات این نشاها همواره روند افزایشی داشته است. معرفی ارقام جدید با کیفیت بالا، زیبایی و جذابیت برای تامین نیاز بازار جهانی، منجر به تقویت و تشدید این وابستگی دائمی شده است. پیدا کردن راهی برای تکثیر ارقام این گیاه اولین گام برای از بین بردن این وابستگی است. بنابراین هدف از این تحقیق ارزیابی اثرات طیف نور، تنظیم کننده های رشد گیاهی و اثر زخم زنی برای یافتن شرایط مناسب به منظور انگیزش جنین زایی بدنی و تولید انبوه کلون این گیاه بود.
مواد و روش ها: برای انجام پژوهش پس از کشت بذر از پروتوکورم های 3 ماهه درون شیشه ای به عنوان ریز نمونه استفاده شد که به دو شکل برش زده و بدون برش روی محیط کشت 1/2 MS با غلظت های صفر و 3 میلی گرم در لیتر تیدیازورن کشت شدند و طی چهار ماه تحت تأثیر 6 نوع طیف نوری با استفاده از لامپ های ال ای دی شامل طیف های نوری آبی، قرمز، سفید، سبز، آبی- قرمز، قرمز- قرمز دور و همچنین تاریکی قرار گرفتند. واکشت ریز نمونه ها هر بیست روز یک بار تکرار شد. دوبار تصویر برداری فلورسنس (ابتدا دو ماه پس از القاء تیمار و سپس در پایان تیمارهای رویان زایی) برای ارزیابی حداکثر کارآیی فتوسیستم دو (QY-max) انجام شد.
یافته ها: نتایج نشان داد که طیف های مختلف نوری و تنظیم کننده رشد می توانند روی القاء و تشکیل رویان های بدنی بسیار موثر باشند، اما زخم زنی بر رویان زایی اثر نداشته است. پروتوکورم های بدون برش در تیمار دارای غلظت 3 میلی گرم در لیتر تیدیازورن و طیف نوری قرمز- قرمز دور بدون اختلاف معنی داری با طیف قرمز بالاترین درصد رویان زایی بدنی مستقیم (100%) را داشتند. کمترین میزان رویان زایی به ترتیب در طیف های آبی، تاریکی و آبی قرمز مشاهده شد. بالاترین میزان QY-max در تصویربرداری اول در تیمار نور آبی و بالاترین میزان QY-max در تصویربرداری دوم در تیمار نوری سفید و سبز مشاهده گردید.
نتیجه گیری: در مجموع استفاده از طیف نوری قرمز- قرمز دور در کنار استفاده از تنظیم کننده رشد گیاهی تیدیازورن برای القاء موفقیت آمیز رویان بدنی در این نوع ارکیده توصیه می شود. بر اساس اندازه گیری فلورسنس کلروفیل جنین های بدنی می توان گفت پس از القاء رویان، استفاده از نور آبی و در ادامه نور سفید یا سبز می تواند برای رسیدن به حداکثر کارایی سیستم فتوسنتزی مورد استفاده قرار گیرد.

کلیدواژه‌ها

عنوان مقاله [English]

The effect of light spectrum and thidiazuron plant regulator on embryogenesis and photosyntesis system of phalaenopsis orchid

نویسندگان [English]

  • Hosein Naderi Boldaji 1
  • Shirin Dianati Daylami 2
  • Maryam Norouzi 2
  • Sasan Aliniaeifard 2
  • Ali Fadavi 3
1 M.Sc. Student, Dept. of Horticulture, Aburaihan College, University of Tehran, Pakdasht, Iran
2 Assistant Prof., Dept. of Horticulture, Aburaihan College, University of Tehran, Pakdasht, Iran
3 Associate Prof., Dept. of Food Technology, Aburaihan College, University of Tehran, Pakdasht, Iran
چکیده [English]

Background: Phalaenopsis (Phalaenopsis amabilis) is a kind of tropical orchids that in recent years has been very popular as a pot and cut flower plants in the Iranian market. Due to Specific methods of cultivating and inability of plantlet producing in our country, growers have to import Phalaenopsis seedlings from other countries. Despite many problems such as transport losses, hard quarantine, high prices and production costs, import of plantlets have always been increasing. Introducing of new cultivars with high quality, beauty and attractiveness to satisfy world markets, had led to strengthen and intensify of this permanently dependence. Finding a way to reproduce the cultivars of this plant is the first step to get rid of this dependency. therefore, goal of this research was assessment of the effects of light spectra, plant growth regulators and wounding effect to find suitable conditions for inducing somatic embryogenesis and mass clone production of this plant.
Materials and Methods: To conducted this research, after seed culture, 3-month-old in vitro protocorms were used as explant which cultured in cutted and intact form on a 1/2 MS medium containing 0 and 3 mg g-1 TDZ concentrations and were exposed to six Lighting treatments include (Blue, Red, White, Green, Blue-Red, Red+ Far-red that supply of LED lamps) and Dark condition too, for 4 mounth. subculture were repeated every 3 weeks. Twice imaging of fluorescence has done to evaluation of the maximum efficiency of photosynthetic II (QY-max).
Results: The results showed that different light spectra and plant growth regulator affected the inducing and formation of embryos but wounding had no effect on embryo induction. Intact protocorms had The highest percentage of direct embryogenesis (100%) in treatment with 3 mg L-1 TDZ and Red+ Far-red spectrum without significantly difference compared to red spectrum. The lowest rate of embryogenesis was observed in Blue spectrum, Dark condition and Blue-Red spectra, respectively. In the first imaging the highest QY-max level was observed in blue light treatment and in the second imaging, the highest QY-max was observed in white and green light treatments.
Conclusion: use of the red-red optical spectrum with plant growth regulator (TDZ) is generally recommended for the successful induction of embryogenesis in this kind of orchid. According to the fluorescence measurement of chlorophyll in somatic embryos, blue spectrum for embryo inducing and then white or green spectrum for embryo development can be used to achieve the maximum efficiency of the photosynthetic system.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Efficiency of photosynthetic II
  • LED
  • Protocorm
  • Red+ Far-red

مراجع

1.Aliniaeifard, S. and van Meeteren, U. 2014. Natural variation in stomatal response to closing stimuli among Arabidopsis thaliana accessions after exposure to low VPD as a tool to recognize the mechanism of disturbed stomatal functioning. J. Exp. Bot. 65: 6529-6542.
2.Baker, N.R. and Rosenqvist, E. 2004. Applications of chlorophyll fluorescence can improve crop production strategies.
J. Exp. Bot. 55: 1607-1621.
3.Bakhshaie, M., Babalar, M., Mirmasoumi, M. and Khalighi, A.2010. Somatic embryogenesis and plant regeneration of Lilium ledebourii. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 102: 229-235.
4.Bhatia, P., Ashwath, N. and Midmore, D.J. 2005. Effects of genotype, explant orientation and wounding on shoot regeneration in tomato. In Vitro Cell. Dev. Biol. Plant. 41: 4. 457-464.
5.Chen, J.R., Wu, L., Hu, B.W., Yi, X.,Liu, R., Deng, Z.N. and Xiong,X.Y. 2014. The influence of plantgrowth regulators and light qualityon somatic embryogenesis in China rose (Rosa chinensis). J. Plant Grow Reg.33: 2. 295-304.
6.Chung, J.P., Huang, C.Y. and Dai, T.E. 2010. Spectral effects on embryogenesis and plantlet growth of Oncidium. Sci. Hort. 124: 4. 511-516.
7.Cybularz-Urban, T., Hanus-Fajerska, E. and Swiderski, A. 2007. Effect of light wavelength on in vitro organogenesis of a Cattleya hybrid. Acta Biol. Crac. Ser. Bot. 49: 113-118.
8.Genty, B., Briantais, J.M. and Baker, N.R. 1989. The relationship between the quantum yield of photosynthetic electron transport and quenching of chlorophyll fluorescence. Bot. Agri. 990: 87-92.
9.Gow, W.P., Chen, J.T. and Chang, W.C. 2009. Effects of genotype, light regime, explant position and orientation on direct somatic embryogenesis from leaf explants of Phalaenopsis orchids. Acta Physiol. Plant. 31: 2. 363-371.
10.Gow, W.P., Chen, J.T. and Chang, W.C. 2010. Enhancement of direct somatic embryogenesis and plantlet growth
from leaf explants of Phalaenopsisby adjusting culture period and explant length. Acta Physiol Plant. 32: 4. 621-627.
11.Griesbach, R.J. 2002. Development of Phalaenopsis orchids for the mass-market. Trends in new crops and new uses. ASHS Press. Pp: 458-465.
12.Guo, W.L., Chang, Y.C. and KAO,C.Y. 2010. Protocorm-like bodies initiation from root tips of Cyrtopodium paranaense (Orchidaceae). Hort Sci.45: 1365-1368.
13.Hamada, K., Shimasaki, K., Ogata, T., Nishimura, Y., Nakamura, K., Oyama, H. and Yoshida, K. 2010. Effects of spectral composition conversion film and plant growth regulators on proliferation of Cymbidium protocorm like body (PLB) cultured in vitro. Ech Cul Bot. 48: 3. 127-132.
14.Huan, L.V.T. and Tanaka, M. 2004. Callus induction from protocorm-like body segments and plant regeneration in Cymbidium (Orchidaceae). J. Hort. Sci. 79: 3. 406-410.
15.Vij, S. and Pathak, P. 2012. Orchid diversity conservation and utilization. Biol. Sci. 82: 2. 295-300.
16.Lin, Y., Li, J., Li, B., He, T. and Chun, Z. 2011. Effects of light quality on growth and development of protocorm-like bodies of Dendrobium officinalein vitro. Plant Cell Tiss. Org. Cult.105: 3. 329-335.
17.Mengxi, L., Zhigang, X., Yang, Y. and Yijie, F. 2011. Effects of different spectral lights on Oncidium PLBs induction, proliferation and plant regeneration. Plant Cell Tiss. Org .Cult. 106: 1. 1-10.
18.Miao, Y.X., Wang, X.Z., Gao, L.H., Chen, Q.Y. and Qu, M. 2016. Blue light is more essential than red light for maintaining the activities of photosystem II and I and photosynthetic electron transport capacity in cucumber leaves. J. Integr Agric. 15: 1. 87-100.
19.Murashige, T. and Skoog, F. 1962. A revised medium for rapid growth and bio assays with tobacco tissue cultures. Physiol. Plant. 15: 3. 473-497.
20.Mose, W., Indrianto, A., Purwantoro, A. and Semiarti, E. 2017. The influence of thidiazuron on direct somatic embryo formation from various types of explant in Phalaenopsis amabilis orchid. Hayati J. Biosci. 24: 4. 201-205.
21.Mulgund, G.S., Nataraja, K., Malabadi, R.B. and Kumar, S.V. 2011. TDZ induced in vitro propagation of an epiphytic orchid Xenikophyton smeeanum. Res. Plant Biol. 1: 4. 320-324.
22.Murchie, E.H. and Lawson, T.2013. Chlorophyll fluorescence analysis a guide to good practice and understanding some new applications. J. Exp. Bot. 64: 13. 3983-3998.
23.Naing, A.H., Chung, J.D., Park, I.S. and Lim, K.B. 2011. Efficient plant regeneration of the endangered medicinal orchid Coelogyne cristata using protocorm-like bodies. Acta Physiol. Plant. 33: 3. 659-666.
24.Park, S.Y., Yeung, E.C. and Paek, K.Y. 2010. Endoreduplication in Phalaenopsis is affected by light quality from
light-emitting diodes during somatic embryogenesis. Plant Biotech. Rep.4: 4. 303-309.
25.Porras-Alfaro, A. and Bayman, P.2007. Mycorrhizal fungi of Vanilla diversity, specificity and effects onseed germination and plant growth. Mycologia. 99: 4. 510-525. 23.
26.Guo, W.L., Chang, Y.C.A. and KAO, C.Y. 2010. Protocorm-like bodies initiation from root tips of Cyrtopodium paranaense (Orchidaceae). Hort. Sci. 45: 1365-1368.
27.Terashima, I., Fujita, T., Inoue, T., Chow, W.S. and Oguchi, R. 2009. Green light drives leaf photosynthesis more efficiently than red light in strong white light revisiting the enigmatic question of why leaves are green. Plant Cell Physiol. 50: 4. 684-697.
28.Von Arnold, S., Sabala, I., Bozhkov, P., Dyachok, J. and Filonova, L. 2002. Developmental pathways of somatic embryogenesis. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 69: 3. 233-249.
پژوهش‌های تولید گیاهی
دوره 27، شماره 1
اردیبهشت 1399
صفحه 197-206

فایل ها

هم رسانی

ارجاع به این مقاله

آمار