اثر شوری بر آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی و برخی صفات مورفوفیزیولوژیک در دو پایه دورگ بین‌گونه‌ای پسته

نوع مقاله : مقاله کامل علمی پژوهشی

نویسندگان

1 دانشجوی دکتری گروه علوم باغبانی، دانشکده تولید گیاهی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان، گرگان، ایران.

2 نویسنده مسئول، دانشیار گروه علوم باغبانی، دانشکده تولید گیاهی، دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان، گرگان، ایران.

3 دانشیار مرکز تحقیقات، آموزش و ترویج کشاورزی سمنان، سمنان، ایران

چکیده

سابقه و هدف: تنش‌های غیرزیستی مانند شوری یکی از مهم‌ترین تهدیدات در زمینه امنیت کشاورزی به حساب می‌آیند. با توجه به اهمیت محصول پسته (Pistacia vera L.) به عنوان محصولی راهبردی و افزایش قابل توجه شوری خاک در ایران، این پژوهش با هدف بررسی اثرات تنش شوری ناشی از کلرید سدیم بر فعالیت آنتی‌اکسیدانی و برخی صفات مورفوفیزیولوژیک در دو پایه دورگ بین‌گونه‌ای و امیدبخش پسته (آروتا 1 و آروتا 2) در مقایسه با والدین آنها آتلانتیکا (P. atlantica) و اینتگریما (P. integerrima) انجام شد.
مواد و روش‌ها: این آزمایش در سال 1400 در گلخانه پژوهشی سازمان جهاد کشاورزی شاهرود و آزمایشگاه دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی گرگان اجرا شد. آزمایش در قالب طرح فاکتوریل بر پایه کاملاً تصادفی با سه تکرار روی نهال‌های یک‌ساله بذری صورت گرفت. فاکتور اول تنش شوری در سه سطح (صفر، 100 و 200 میلی‌مولار کلرید سدیم) و فاکتور دوم پایه در چهار سطح (آروتا 1، آروتا 2، آتلانتیکا و اینتگریما) بودند. پایه‌های آروتا حاصل تلاقی کنترل‌شده بین پایه‌های آتلانتیکا به عنوان والد ماده و اینتگریما به عنوان والد نر بودند. تنش شوری به مدت 90 روز اعمال شد و سپس فعالیت آنتی‌اکسیدانی و صفات مورفوفیزیولوژیک اندازه‌گیری شدند.
یافته‌ها: نتایج نشان داد که با افزایش تنش شوری ارتفاع پایه‌ها کاهش یافت و کمترین درصد کاهش ارتفاع در پایه آروتا 2 مشاهده شد. با افزایش شوری محتوای سدیم برگ در هر چهار پایه افزایش یافت و کمترین میزان تجمع سدیم (06/5 میلی‌گرم بر گرم وزن خشک برگ) در تیمار شوری صفر و در پایه آروتا 2 بود. بیشترین میزان پتاسیم برگ (77/21 میلی‌گرم بر گرم وزن خشک) در شرایط تیمار شوری صفر و در پایه آروتا 1 مشاهده گردید. بیشترین محتوای آنتوسیانین کل و فنول کل در تیمار شوری 200 میلی‌مولار در هر دو پایه آروتا 1 و آروتا 2 دیده شد و بین این دو پایه تفاوت معنی‌داری وجود نداشت. بیشترین مقدار پرولین برگ (07/5 میکروگرم بر گرم وزن تر) نیز در شوری 200 میلی‌مولار و در پایه آروتا 1 مشاهده گردید. میزان فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدانی در شرایط تنش شدید و در پایه های آروتا 1 و آروتا 2 بیشتر بود. کمترین مقدار مالون‌دی‌آلدهید (13/31 نانومول بر گرم وزن تر) در شرایط تنش مربوط به پایه آروتا 2 بود.
نتیجه‌گیری: با توجه به نتایج این پژوهش پایه آتلانتیکا در شرایط تنش و در اغلب صفات عملکرد مناسبی نداشت. همچنین به نظر می‌رسد که در شرایط تنش پایه‌های امیدبخش آروتا 1 و 2 در اغلب صفات موفق‌تر از والدین خود عمل کرده و کارایی بهتری داشتند؛ بنابراین این پایه‌ها به عنوان متحمل‌ترین پایه‌ها نسبت به شوری معرفی می‌گردند.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Effects of Salinity on Antioxidant Enzymes and some Morphophysiological Traits of Two Interspecies Hybrid Pistachio Rootstocks

نویسندگان [English]

  • Elahe Mirabi 1
  • Esmaeil Seifi 2
  • Hossein Hokmabadi 3
1 Ph.D. Student, Dept. of Horticultural Sciences, Faculty of Plant Production, Gorgan University of Agricultural Sciences and Natural Resources, Gorgan, Iran.
2 Corresponding Author, Associate Prof., Dept. of Horticultural Sciences, Faculty of Plant Production, Gorgan University of Agricultural Sciences and Natural Resources, Gorgan, Iran.
3 Associate Prof., Semnan Center of Agricultural Research, Education and Extension, Semnan, Iran.
چکیده [English]

Background and objectives: Abiotic stresses, such as salinity, are recognized as one of the foremost threats to agricultural security. Given the strategic significance of pistachios as a valuable crop and the notable rise in soil salinity levels in Iran, this research aims to examine the impact of salinity stress induced by sodium chloride on antioxidant enzymes and various morphophysiological traits. Specifically, the study compares two interspecific and promising pistachio hybrids, Arota 1 and Arota 2, with their parent species Atlantica (P. atlantica) and Integerrima (P. integerrima).

Materials and methods: The experiment was conducted in the year 2021 at the research greenhouse of the Agricultural Organization in Shahrood city and the laboratory of Gorgan University of Agricultural Sciences and Natural Resources. It followed a factorial experiment in frame of a completely randomized design with three replications on one-year-old seedlings. The first factor involved salinity stress at three levels (zero, 100, and 200 mM sodium chloride), while the second factor consisted of four different rootstocks (Arota 1, Arota 2, Atlantica, and Integerrima). The Arota rootstocks were obtained through controlled crossbreeding, with Atlantica serving as the female parent and Integerrima as the male parent. Salt stress was applied for a duration of 90 days, after which antioxidant enzymes and morphophysiological traits were measured.

Results: The findings demonstrate that salinity stress leads to a decrease in rootstock height, with Arota 2 exhibiting the lowest percentage of decline. The sodium content of all four rootstocks increased as salinity levels rose, with Arota 2 recording the lowest concentration of sodium (5.06 mg g-1 of DW) in the control treatment. The highest potassium content (21.77 mg g-1 DW) was observed in the control and in Arota 1. The highest concentrations of total anthocyanin and total phenol were recorded at salinity levels of 200 µM and in Arota 1 and 2. The highest amount of leaf proline (5.07 µg g-1 FW) was observed at a salinity level of 200 µM and in Arota 1. Antioxidant enzyme activity was more pronounced in Arota genotypes under extreme stress conditions, with Arota 2 exhibiting the lowest malondialdehyde level (31.13 nmol g-1 FW) in stress conditions.

Conclusion: In conclusion, the findings of this study indicated that the Atlantic rootstock displayed susceptibility and performed poorly under stress conditions, as evidenced by various traits. On the other hand, the promising genotypes of Arota exhibited superior performance in most traits compared to their parent species, demonstrating their resilience in stressful conditions. The Arota rootstocks emerged as the most tolerant genotypes to salinity stress, underscoring the significance of identifying and utilizing tolerant genotypes to mitigate the impact of abiotic stresses, such as salinity, on sustainable agricultural production.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Arota
  • Catalase
  • Peroxidase
  • Phenol
  • Pistacia

مراجع

1.Raoufi, A., Rahemi, M., Salehi, H. & Pessarakli, M. (2020). Pistacia vera L. genotypes; a potetial rival for UCB-1 rootstock for cultivating under salt stress conditions. Biocatalysis and Agricultural Biotechnology, 25, 101515.
2.Shahbazi, S., Kamali, K. & Tajabadi, A. (2021). Optimizing nutrition of pistachio. Pistacio sience and technology, 8, 105-119.
3.Ashraf, M. & Foolad, M. R. (2007). Roles of glycine betaine and proline in improving plant abiotic stress resistance. Environmental and experimental botany, 59(2), 206-216.
4.Bor, M., Özdemir, F. & Türkan, I. (2003). The effect of salt stress on lipid peroxidation and antioxidants in leaves of sugar beet Beta vulgaris L. and wild beet Beta maritima L. Plant science, 164(1), 77-84.
5.Farhadi, H., Sharifani, M. M. & Hokmabadi, H. (2021). Investigation of the Effects of Free and Controlled Pollination of Pollen Grains of Domestic and Integerrima Species on some Quantitative and Qualitative Characteristics of Pistachio (Pistachio vera L.) Fruit of Fandoghi Variety. Journal of Pistachio Science and Technology, 5(10), 45-65.
6.Wu, Q. S., Zou, Y. N. & He, X. H. (2010). Contributions of arbuscular mycorrhizal fungi to growth, photosynthesis, root morphology and ionic balance of citrus seedlings under salt stress. Acta physiologiae plantarum, 32, 297-304.
7.Seday, U., Gulsen, O., Uzun, A. & Toprak, G. (2014). Response of citrus rootstocks to different salinity levels for morphological and antioxidative enzyme activites. Journal of Animal and Plant Sciences, 24(2), 512-520.
8.Giri, B., Kapoor, R. & Mukerji, K. G. (2007). Improved tolerance of Acacia nilotica to salt stress by arbuscular mycorrhiza, Glomus fasciculatum may be partly related to elevated K/Na ratios in root and shoot tissues. Microbial ecology, 54, 753-760.
9.Emami, A. (1983). Methods of plant decomposition. Water and soil research institute. Technical publication. No, 102.
10.Nogues, S. & Baker, N. R. (2000). Effects of drought on photosynthesis in Mediterranean plants grown under enhanced UV‐B radiation. Journal of experimental botany, 51(348), 1309-1317.
11.McDonald, M. B. (1999). Seed deterioration: physiology, repair and assessment. Seed Science and Technology, 27, 177-237.
12.Du, Z. & Bramlage, W. J. (1992). Modified thiobarbituric acid assay for measuring lipid oxidation in sugar-rich plant tissue extracts. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 40(9), 1566-1570.
13.Bates, L. S., Waldren, R. A. & Teare, I. D. (1973). Rapid determination of free proline for water-stress studies. Plant and soil, 39, 205-207.
14.Gapińska, M., Skłodowska, M. & Gabara, B. (2008). Effect of short-and long-term salinity on the activities of antioxidative enzymes and lipid peroxidation in tomato roots. Acta Physiologiae Plantarum, 30, 11-18.
15.Silveira, J. A., Silva, S. L., Silva, E. N. & Viégas, R. A. (2010). Mecanismos biomoleculares envolvidos com a resistência ao estresse salino em plantas. Manejo da salinidade na agricultura: estudos básicos e aplicados, 1, 161-18.
16.Masayasu, M. & Hiroshi, Y. (1979). A simplified assay method of superoxide dismutase activity for clinical use. Clinica chimica acta, 92(3), 337-342.
17.Sirousmehr, A., Arbabi, J. & Asgharipour, M. R. (2014). Effect of drought stress levels and organic manures on yield, essential oil content and some morphological characteristics of sweet basil (Ocimum basilicum). Advances in Environmental Biology, 8(4), 880-885.
18.Khatoon, R., Hossain, M. M., Rahim, M. A., Rahman, M. H. & Akter, L. (2022). Genotypic differences in plant growth responses and ion accumulations to salt stress conditions of sweet gourd (Cucurbita moschata). Journal of Applied and Natural Science, 14(2), 373-384.
19.Parihar, P., Singh, S., Singh, R., Singh, V. P. & Prasad, S. M. (2015). Effect of salinity stress on plants and its tolerance strategies: a review. Environmental science and pollution research, 22, 4056-4075.
20.Din, J., Khan, S. U., & Ali, I. (2008). Physiological response of wheat (Triticum aesitivum L.) varieties as influenced by salinity stress. Journal Animal and Plant Science, 18(4), 125-129.
21.Mittal, S., Kumari, N. & Sharma, V. (2012). Differential response of salt stress on Brassica juncea: photosynthetic performance, pigment, proline, D1 and antioxidant enzymes. Plant physiology and biochemistry, 54, 17-26.
22.Shiyab, S. M., Shibli, R. A. & Mohammad, M. M. (2003). Influence of sodium chloride salt stress on growth and nutrient acquisition of sour orange in vitro. Journal of Plant Nutrition, 26(5), 985-996.
23.Abbaspour, H., Afshari, H. & Abdel-Wahhab, M. A. (2012). Influence of salt stress on growth, pigments, soluble sugars and ion accumulation in three pistachio cultivars. Journal of Medicinal Plants Research, 6(12), 2468-2473.
24.Bezirğanoğlu, İ. (2017). Response of five triticale genotypes to salt stress in vitro culture. Turkish Journal of Agriculture and Forestry, 41(5), 372-380.
25.Flowers, T. J. & Hajibagheri, M. A. (2001). Salinity tolerance in Hordeum vulgare: ion concentrations in root cells of cultivars differing in salt tolerance. Plant and soil, 231, 1-9.
26.Adish, A., Fekri, M. & Hokmabadi, H. (2010). Response of Badami-Zarand pistachio rootstock to salinity stress. International Journal of Nuts Related Sciences. 1, 1-11.
27.Alizadeh, M., Singh, S. K., Patel, V. B., Bhattacharya, R. C. & Yadav, B. P. (2010). In vitro responses of grape rootstocks to NaCl. Biologia Plantarum, 54, 381-385.
28.Kao, C. H. (2017). Mechanism of salt tolerance in rice plant: Reactive oxygen species scavenging-systems. Taiwan Agriculture Resources, 66 (1), 1-8.
29.Golein, B., Rabiei, V., Mirabbasi, F., Fifaei, R. & Sani, M. H. (2016). Effect of salinity stress on physiological and biochemical traits in citrus genotypes. Horticultural science. 29(4), 416-425. [In Persian]
30.Behzadi Rad, P., Roozban, M. R., Karimi, S., Ghahremani, R. & Vahdati, K. (2021). Osmolyte accumulation and sodium compartmentation has a key role in salinity tolerance of pistachios rootstocks. Agriculture, 11(8), 708.
31.Nakabayashi, R., Yonekura‐Sakakibara, K., Urano, K., Suzuki, M., Yamada, Y., Nishizawa, T. ... & Saito, K. (2014). Enhancement of oxidative and drought tolerance in Arabidopsis by overaccumulation of antioxidant flavonoids. The Plant Journal, 77(3), 367-379.
32.Kumar, S. P. & Kumar, C. V. (2014). Impact of cinnamic acid on physiological and anatomical changes in maize plants (Zea mays L.) grown under salinity stress. Journal of Stress Physiology & Biochemistry, 10(2), 44-54.
33.Barbosa Brito, M. E., da Silva, E. C. B., Fernandes, P. D., dos Santos Soares Filho, W., Filho, M. A. C., da Silva Sa, F. V. ... & Barbosa, R. C. A. (2015). Salt balance in substrate and growth of 'Tahiti' acid lime grafted onto Sunki mandarin hybrids under salinity stress. Australian Journal of Crop Science, 9(10), 954-961.
34.Sai Kachout, S., Ben Mansoura, A. J. C., Leclerc, J. C., Mechergui, R., Rejeb, M. N. & Ouerghi, Z. (2010). Effect of heavy metals on antioxidant activities of Artiplex Hortensis and A. rosea. Electronic Journal of Environmental, Agricultural and Food Chemistry, 9, 444-457.
35.Abogadallah, G. M. (2010). Insights into the significance of antioxidative defense under salt stress. Plant signaling & behavior, 5(4), 369-374.
36.Bagherzadeh, A., Kavisi, H., Khezri, M. & Merzaei, S. (2016). Study of protein expression of Badami sefid and
Badami zarand Pistachio rootstocks under salt stress. Journal of Agricultural Biotechnology, 8(3), 16-32.
37.Kamiab, F., Talaie, A., Khezri, M. & Javanshah, A. (2014). Exogenous application of free polyamines enhance salt tolerance of pistachio (Pistacia vera L.) seedlings. Plant Growth Regulation, 72, 257-268.
38.Neffati, M., Sriti, J., Hamdaoui, G., Kchouk, M. E. & Marzouk, B. (2011). Salinity impact on fruit yield, essential oil fruit extracts. Food Chemistry, 124(1), 221-225.composition and antioxidant activities of Coriandrum sativum
39.Chakraborty, U. & Pradhan, B. (2012). Oxidative stress in five wheat varieties (Triticum aestivum L.) exposed to water stress and study of their antioxidant enzyme defense system, water stress responsive metabolites and H2O2 accumulation. Brazilian Journal of Plant Physiology, 24, 117-130.
40.Gratão, P. L., Polle, A., Lea, P. J. & Azevedo, R. A. (2005). Making the life of heavy metal-stressed plants a little easier. Functional plant biology, 32(6), 481-494.
41.Tang, N., Zhang, B., Chen, Q., Yang, P., Wang, L. & Qian, B. (2020). Effect of salt stress on photosynthetic and antioxidant characteristics in purslane (Portulaca oleracea). International Journal of Agriculture and Biology, 24(5), 1309-1314.
42.Fattahi, M., Shamshiri, M. H. & Esmaeilizade, M. (2014). Evaluation of leaf physiomorphological responses of three pistachio rootstocks inoculated with arbuscular mycorrhizae to salt stress. Iranian Horticulture, 15(5), 469-482.
پژوهش‌های تولید گیاهی
دوره 31، شماره 1
فروردین 1403
صفحه 213-229

فایل ها

هم رسانی

ارجاع به این مقاله

آمار